معلومة

عدد ثابت أو متغير من chiasmata أثناء إعادة التركيب؟

عدد ثابت أو متغير من chiasmata أثناء إعادة التركيب؟



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أثناء إعادة التركيب ، هل عدد chiasmata ثابت لكل مشيج وهل مناطق chiasmata متسقة داخل كائن حي واحد؟


هناك قدر كبير من التباين في توزيع وعدد chiasmata أو عبور المبالغ (COs). يمكن أن يختلف إجمالي عدد chiasmata لكل خلية داخل الكائن الحي نفسه. مكان حدوث chiasmata على طول الكروموسوم ليس أيضًا ثابتًا من خلية إلى خلية. النقاط الساخنة هي مناطق 1-2 كيلو بايت تشهد إعادة تركيب مرتفعة مقارنة بالمناطق الجينومية المجاورة. طريقة التفكير في توزيع COs هي أن حوالي 80٪ من إعادة التركيب تحدث في النقاط الساخنة التي تشكل حوالي 10٪ من الجينوم.

يعتمد التأشيب على سياق الكروماتين ، لذا فإن chiasmata نادر بالقرب من السنترومير ويؤدي التداخل الإيجابي إلى تباعد chiasmata على طول الكروموسوم. إن التنبؤ الجيد بإجمالي عدد chiasmata لكل خلية هو 1 على الأقل لكل كروموسوم. يجادل بعض الباحثين بأن ثاني أكسيد الكربون واحد لكل ذراع كروموسوم أكثر دقة.

يوجد أدناه رابط لمقال جيد يوسع في بعض الطرق التي تختلف بها إعادة التركيب في البشر. http://www.nature.com/nrg/journal/v8/n1/abs/nrg1947.html


يعتبر Chiasmata ومكون kinetochore Dam1 ضروريين للتخلص من ملحقات الكروموسوم الخاطئة والتذبذب المركزي عند الانقسام الاختزالي I

يتطلب إنشاء روابط كروموسوم مناسبة بالمغزل التخلص من المرفقات الخاطئة ، لكن آلية هذه العملية ليست مفهومة تمامًا. أثناء الانقسام الاختزالي الأول ، ترتبط الكروماتيدات الشقيقة بنفس قطب المغزل (مرفق أحادي الاتجاه) ، بينما ترتبط الكروموسومات المتجانسة بأقطاب متقابلة (ارتباط ثنائي الاتجاه) ، مما يؤدي إلى فصل كروموسوم متماثل. هنا ، نوضح أن chiasmata التي تربط الكروموسومات المتجانسة ومكون الحركية Dam1 ضرورية للتخلص من المرفقات الخاطئة وتذبذب السنتروميرات بين أقطاب المغزل عند الانقسام الاختزالي الأول في الخميرة الانشطارية. في الخلايا التي تشكل chiasma ، تسبب Mad2 و Aurora B kinase ، اللذان يوفران وقتًا لتصحيح التعلق ويزعزع استقرار المرفقات الخاطئة ، على التوالي ، في التخلص من المرفقات ثنائية الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة ، بينما في الخلايا التي تفتقر إلى chiasma ، تسببت في القضاء على أحادية الاتجاه المرفقات. بالإضافة إلى ذلك ، تم تنسيق التذبذب المركزي المتجانس في الخلايا المكونة للتصالب. علاوة على ذلك ، ساهم Dam1 في القضاء على التعلق في كل من الخلايا المكونة للصدمة والخلايا التي تفتقر إلى chiasma ، وقاد تذبذب السنترومير. توضح هذه النتائج أن chiasmata يغير أنماط تصحيح المرفقات من خلال تمكين عوامل تصحيح الخطأ للتخلص من الارتباط ثنائي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة ، وتشير إلى أن Dam1 يحفز القضاء على المرفقات الخاطئة. تشير المساهمة العرضية لـ chiasmata و Dam1 إلى تذبذب السنترومير أيضًا إلى وجود صلة محتملة بين التذبذب المركزي وإلغاء التعلق.

1 المقدمة

الفصل الأمين للكروموسومات أثناء انقسام الخلية ضروري لسلامة الجينوم. أثناء تقسيم الخلية الجسدية (الانقسام الفتيلي) ، ترتبط الكروموسومات المضاعفة (كروماتيدات شقيقة) بأقطاب مغزل معاكسة (مرفق ثنائي الاتجاه) عبر الأنابيب الدقيقة (MTs) وتفصل عن بعضها البعض (الفصل المعادل). يولد مثل هذا التقسيم خليتين ابنتيتين متطابقتين وراثيًا (الشكل 1أ، الانقسام) [2]. على النقيض من ذلك ، خلال أول قسمين متتاليين لخلية جرثومية (الانقسام الاختزالي) ، ترتبط الكروموسومات المتماثلة بأقطاب متقابلة وتفصل ، مما يؤدي إلى توليد الأمشاج التي تحتوي على نصف العدد الأصلي من الكروموسومات (الشكل 1)أ، الانقسام الاختزالي الأول).

الشكل 1. آثار ضعف تصحيح الخطأ على الفصل الكروماتيد الشقيق عند الانقسام الاختزالي I (أ) يتم عرض التنظيم والتعلق بالمغزل وفصل الكروموسومات في الانقسام والانقسام الاختزالي. (ب) الفرضية المتعلقة بدور آلية تصحيح الخطأ في ارتباط المغزل بالكروماتيدات الشقيقة في وجود وغياب chiasmata. دوائر منقطة ، مرفقات مصححة بآلية تصحيح الخطأ. (ج) أنماط الفصل بين السنتروميرات المرئية لـ GFP للكروماتيدات الشقيقة في الزيجوتات و بات 1 خلايا أحادية العدد. (د,ه) ترددات الفصل المعادلة عند الانقسام الاختزالي I in rec12 + (د) و rec12Δ خلايا (ه). (F) الفصل المتساوي للكروموسوم 2 عند الانقسام الاختزالي I in بات 1 خلايا أحادية العدد. ال بات 1 تم إجبار الخلايا أحادية الصيغة الصبغية على الدخول في الانقسام الاختزالي عن طريق تنشيط مسار إشارات فرمون التزاوج وتعطيل لاحقة كيناز Pat1 عند درجة الحرارة المقيدة ، وكلاهما مطلوب لتحريض الفصل الشبيه بالاختزال للكروماتيدات الشقيقة في الخلايا أحادية الصيغة الصبغية [1]. في (دF) ، تم تحليل الفصل الكروموسوم في أكثر من 50 خلية ، وتظهر الأشرطة متوسطات لأكثر من ثلاث تجارب مستقلة. cen1، كروموسوم 1 cen2، كروموسوم 2 + ، لا طفرات أخرى. الخطوط المنقطة في (د,ه) تميز نتائج cen1 و cen2. أشرطة الخطأ تظهر الأخطاء المعيارية. *ص & lt 0.05 **ص & lt 0.005 (طالب ر-اختبار). التحليل الإحصائي لتصحيح الخطأ المعيب (+) وتصحيح الخطأ المعيب (جنون و ark1-so) sgo1Δ يتم عرض الخلايا.

يتم إنشاء المرفقات المناسبة من خلال عملية ديناميكية [3-6]. ترتبط الكروموسومات بالمغزل بشكل عشوائي عبر kinetochores ، وهي مجمعات بروتينية تتجمع عند السنتروميرات [7-9]. ترتبط Kinetochores مبدئيًا بالمغزل MTs في جانبها الجانبي ، ثم في نهاياتها. أظهرت الدراسات الحديثة أن مجمعات Ndc80 و Dam1 / DASH (مجمع Ska في الفقاريات) تشكل مرفقات نهائية وتفكيك زوجي MT إلى حركة centromere. بسبب الطبيعة العشوائية للارتباط الأولي ، غالبًا ما ترتبط الكروماتيدات الشقيقة أو الكروموسومات المتجانسة بشكل خاطئ بنفس القطب (مرفق أحادي الاتجاه) في الانقسام أو الانقسام الاختزالي الأول ، على التوالي. هذه المرفقات الخاطئة أحادية الاتجاه غير مستقرة ويتم التخلص منها في النهاية من الكروموسومات ثم تكرر عمليات التعلق والانفصال حتى يتم ربطها بالمغزل بشكل صحيح. بالإضافة إلى ذلك ، أثناء إنشاء الارتباط ، تتحرك المراكز المركزية باستمرار ذهابًا وإيابًا بين أقطاب المغزل بواسطة القوى الناتجة عن تفكيك MT عند kinetochores [4–6،10]. ومع ذلك ، لا يزال من غير الواضح كيف يتم التخلص بشكل انتقائي من المرفقات الخاطئة أثناء تذبذب السنتروميرات.

من المعتقد على نطاق واسع أن الارتباط الصحيح ينشأ من خلال التوتر [11 ، 12]. أثناء الانقسام الفتيلي ، يتم سحب الكروماتيدات الشقيقة ثنائية الاتجاه نحو القطبين المعاكسين ، وتولد قوى الشد توترًا لأن الأخوات متماسكتان معًا بواسطة مركب بروتيني يسمى cohesin [13]. في النموذج الحالي ، يتسبب هذا التوتر في استقرار الارتباط ثنائي الاتجاه ، في حين أن التعلق أحادي التوجه غير مستقر وخاضع للإزالة. وبالمثل ، في الانقسام الاختزالي الأول ، نظرًا لأن الكروموسومات المتجانسة مرتبطة بمنتجات إعادة التركيب المسماة chiasmata ، فإن ارتباطها ثنائي الاتجاه يولد التوتر ، والذي يُعتقد أنه يعمل على استقرار المرفقات [2،11،12].

تم تحديد عدة عوامل كمكونات للآلية التي تصحح المرفقات الخاطئة. تمنع عوامل نقطة فحص تجميع المغزل (SAC) بداية طور الطور ، مما يوفر وقتًا لتصحيح المرفقات الخاطئة (على سبيل المثال [14]) ، ويزعزع Aurora B kinase المرفقات الخاطئة عن طريق فسفرة مكونات kinetochore بما في ذلك Ndc80 و Dam1 [3،15 - 17] . باستمرار ، يؤدي ضعف مسار SAC أو Aurora B kinase إلى زيادة تكرار المرفقات الخاطئة في كل من الانقسام والانقسام الاختزالي I [18-26]. يشير إثراء كيناز Aurora B في منطقة السنترومير الداخلية ، أسفل الحركية الخارجية ، إلى أن الفصل المكاني المعتمد على التوتر بين الحركية الخارجية من المركز الداخلي يعوق الفسفرة الحركية الخارجية المعتمدة على Aurora ، وبالتالي استقرار الملحقات [3،19،27 ].

على الرغم من أن التثبيت المعتمد على التوتر هو حاليًا النموذج المقبول على نطاق واسع لاختيار المرفقات ، إلا أنه لا يمكن أن يفسر بسهولة اختيار المرفقات في الانقسام الاختزالي. في الانقسام الاختزالي الأول ، ترتبط الكروموسومات المتجانسة بأقطاب متقابلة ، بينما ترتبط الكروماتيدات الشقيقة بالقطب نفسه. يعد الارتباط أحادي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة أمرًا حاسمًا أيضًا لفصل الكروموسوم المتماثل. في الخميرة الانشطارية شيزوساكارومايس بومب، غالبًا ما تكون السنتروميرات الشقيقة ثنائية الاتجاه وتخضع لتقسيم عابر [28]. على الرغم من أنه من المفترض أن تولد هذه المرفقات توترًا ، إلا أنه يتم التخلص منها في النهاية. بالإضافة إلى ذلك ، في بويضات الفأر ، لا يرتبط إنشاء المرفقات الصحيحة بالتوتر المتولد في kinetochores علاوة على ذلك ، لا يبدو أن التوتر يسبب فصلًا مكانيًا للحركية عن المنطقة المخصبة بالشفق القطبي [20]. وبالتالي ، فإن اختيار المرفقات في الانقسام الاختزالي I لا يزال غامضًا.

في الانقسام الاختزالي الأول ، تعتبر chiasmata ضرورية للارتباط ثنائي التوجه للكروموسومات المتجانسة. ومع ذلك ، فقد أبلغنا سابقًا عن ذلك في S. بومبي، chiasmata يساهم أيضًا في الارتباط الأحادي المنحى للكروماتيدات الشقيقة عن طريق منع ارتباطهم ثنائي التوجه [28]. لا يزال من غير الواضح كيف تمنع chiasmata الارتباط ثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة. هنا ، قمنا بفحص المنع المعتمد على التصلب للتعلق ثنائي التوجه بمزيد من التفصيل ووجدنا أن chiasmata مكّن عوامل تصحيح الخطأ للتخلص من الارتباط الثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة وتذبذب مركزي متجانس متناسق. بالإضافة إلى ذلك ، وجدنا أن بروتين kinetochore Dam1 ساهم في تصحيح التعلق وكان ضروريًا للتذبذب المركزي. توضح هذه النتائج أهمية تنظيم الكروموسوم ونشاط الحركة الحركية في التخلص من المرفقات الخاطئة وتكشف عن وجود صلة محتملة بين التذبذب المركزي وإلغاء التعلق.

2. النتائج

2.1. يغير Chiasmata تأثيرات آلية تصحيح الخطأ على الفصل الكروماتيد الشقيق

لقد أبلغنا سابقًا أن الكروماتيدات الشقيقة ترتبط كثيرًا بأقطاب المغزل المعاكسة وأن chiasmata يمنع هذه المرفقات [28]. افترضنا أن chiasmata يغير أنواع المرفقات التي يتم التخلص منها بواسطة آلية تصحيح الخطأ بحيث أنه في حالة وجود chiasmata ، فإن الآلية تقضي بشكل انتقائي على الارتباط ثنائي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة ، وبالتالي الاحتفاظ بالتعلق أحادي الاتجاه على عكس الوضع في الانقسام الفتيلي (شكل 1ب، مع chiasmata). إذا كان الأمر كذلك ، يجب أن يؤدي ضعف آلية تصحيح الخطأ إلى زيادة تواتر الارتباط ثنائي الاتجاه في الخلايا المكونة للتشنج بسبب الإزالة المعيبة. على العكس من ذلك ، في الخلايا التي تفتقر إلى chiasmata ، فإن آلية تصحيح الخطأ ستقضي بشكل انتقائي على الارتباط أحادي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة ، كما هو الحال في الانقسام (الشكل 1).ب، بدون chiasmata) ، ويجب أن يؤدي ضعف تصحيح الخطأ إلى زيادة ارتباطهم أحادي الاتجاه.

لاختبار هذه الفكرة ، قمنا بتسوية آلية تصحيح الخطأ وقمنا بتقييم مرفقات المغزل للكروماتيدات الشقيقة في الخلايا المكونة للتصدع والخلايا التي تفتقر إلى التصالب. للتغلب على آلية تصحيح الخطأ ، قدمنا ​​ملف جنون طفرة أو ark1-so الطفرة ، التي تقمع التعبير الانتصافي لـ تابوت 1 الجين الذي يشفر الخميرة الانشطارية Aurora B kinase [25]. ال جنون يُعتقد أن الطفرة تقلل الوقت المتاح لتصحيح المرفقات غير الصحيحة من خلال تعريض مسار SAC للخطر ، في حين أن ark1-so تعيق الطفرة إزالة التعلق وتمنع تنشيط SAC. لتقييم المرفقات ، قمنا بفحص الفصل الكروماتيد الشقيق من خلال تصور الموقع القريب من السنترومير لأحد متماثلات الكروموسوم 1 (cen1) أو 2 (cen2) باستخدام نظام التعرف على lacI / lacO (الشكل 1ج) [1،29]. في هذا التحليل ، قمنا بحذف ملف sgo1 الجين ، الذي يشفر واحدًا من اثنين من بروتينات Shugoshin من الخميرة الانشطارية التي تعمل على وجه التحديد كحامي تماسك مركزي أثناء الانقسام الاختزالي ويمنع فصل الكروماتيدات الشقيقة المرتبطة بأقطاب متقابلة [28 ، 30 - 33].

كان فصل الكروماتيدات الشقيقة عن القطبين المعاكسين (الفصل المعادل) نادرًا جدًا في جميع أنواع الخلايا في sgo1 + الخلفية (الشكل 1د) ، مؤكدا أن Sgo1 يمنع فصل الكروماتيدات الشقيقة [28،31،32]. على النقيض من ذلك ، في sgo1Δ الخلفية ، على الرغم من أن الفصل المتساوي كان نادرًا في الخلايا المكونة للتشنج (الشكل 1د) ، كان متكررًا جدًا في ثنائي الصبغة rec12Δ الخلايا [28] ، التي لا تشكل chiasmata بسبب نقص Rec12 (متماثل Spo11 في الخميرة الانشطارية) ، وهو عامل مطلوب لتشكيل فواصل الحمض النووي المزدوجة (الشكل 1)ه، +) [34]. لم يكن الفصل المعادل المتكرر ناتجًا عن فقدان وظائف Rec12 ، كما يتضح من الملاحظة أن الفصل المعادل كان متكررًا أيضًا في الخلايا الانتصافية أحادية الصيغة الصبغية ، والتي لا تشكل chiasmata (الشكل 1)ج و F، +) [28]. الأهم من ذلك ، في sgo1Δ الخلفية ، مقدمة جنون أو ark1-so أدت الطفرة إلى زيادة كبيرة في النسب المئوية للفصل المعادل في الخلايا ثنائية الصبغيات المكونة للتشقق (الشكل 1د) ، لكنه قلل من نسب الفصل في حالة ضعف التصالب التي تفتقر إلى ثنائي الصيغة الصبغية rec12Δ (شكل 1ه) أو الخلايا الانتصافية أحادية الصيغة الصبغية (الشكل 1F). تشير هذه النتائج إلى أن آلية تصحيح الخطأ تقلل من الارتباط الثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة في وجود chiasmata ، ولكنها تزيد على العكس من الارتباط ثنائي التوجه (وبالتالي تقليل الارتباط الأحادي المنحى) في حالة عدم وجود chiasmata. في دراستنا السابقة ، ترددات الفصل المتساوي cen1 كانت أعلى إلى حد ما في rec12Δ [28] الخلفية ، على الرغم من أن السبب في ذلك غير معروف. ومع ذلك ، فإن جنون الطفرة بالمثل خفضت الفصل المتساوي ، بما يتوافق مع نتائجنا الحالية.

2.2. يغير Chiasmata تأثيرات آلية تصحيح الخطأ على الانقسام المركزي للأخت الطورية

سعينا بعد ذلك إلى تقييم الارتباط الثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة بطريقة أكثر مباشرة عن طريق فحص الانقسام العابر للوسط الشقيق ، وهي نتيجة محتملة لارتباطها ثنائي التوجه ، والذي يحدث غالبًا بغض النظر عن تكوين chiasma [28]. لتقييم الانقسام المركزي الشقيق بدقة أثناء الطور ، حددنا مرحلة الطور من خلال التصور S. بومبي securin Cut2 ، علامة كيميائية حيوية لمرحلة ما قبل الطور الذي يتم توطينه في مغزل البروميتا / الطور الطوري (الشكل 2أ) [35]. بالإضافة إلى ذلك ، لمتابعة ديناميكيات السنترومير الدقيقة ، حددنا مواضع ثلاثية الأبعاد لـ cen2 على المغزل بدقة زمنية عالية من خلال الحصول على صور cen2 وجسم عمود الدوران (SPB الجسيم المركزي الفطري) في عدة مستويات بؤرية مختلفة كل حوالي 3 ثوانٍ (الشكل 2ب). لقد تصورنا SPB باستخدام مكون SPB الموسوم GFP ، Sid4 (Sid4-GFP) [36] ، لكننا تركنا نسخة واحدة من Sid4 بدون علامة في الخلايا ثنائية الصبغة لأنه في تحليلات الخلايا الحية لدينا ، أظهرت الخلايا التي تحتوي على نسختين من Sid4 الموسومة بعلامات GFP عالية ترددات الفصل المتساوي للكروماتيدات الشقيقة حتى في sgo1 + الخلفية (البيانات غير معروضة) ، والتي ربما نتجت عن ضعف وظيفة Sid4 في تنظيم خروج الطور [37 ، 38]. أدى ترك نسخة واحدة من Sid4 غير المميز إلى القضاء إلى حد كبير على تشوهات الفصل ، كما هو موضح في أنماط الفصل الكروماتيد الشقيقة في الخلايا التي تحتوي على نسخة واحدة من Sid4 غير المميز ، والتي كانت مماثلة لتلك التي لوحظت في الخلايا التي تفتقر إلى علامات Sid4 (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S1).

الشكل 2. ديناميكيات Centromere و SPB في الطور الأول (أ) توطين السنتروميرات المرئية GFP و SPBs و RFP-visualized Cut2 في الطور الأول (يسار) ، وصورة مكبرة من centromeres و SPBs (يمين) ، كما هو موضح بالمربع الأبيض في الصورة اليسرى. البارات ، 2 ميكرومتر. (ب) ديناميكيات Centromere و SPB في الطور الأول في الخلايا البرية. تم ترتيب الحد الأقصى من صور الإسقاط للسينتروميرات و SPBs التي تم التقاطها كل 3 ثوانٍ تقريبًا من اليسار إلى اليمين. تشير رؤوس الأسهم إلى تقسيم السنتروميرات الشقيقة. بار ، 2 ميكرومتر. (ج) التغييرات في مواقع centromere و SPB في الطور الأول في خلايا مختلفة. تُظهر الصور اليسرى مخطط الكيموغراف للسنتروميرات (cen2) و SPBs والرسوم البيانية اليمنى تظهر التغييرات في مسافات centromere - SPB و SPB - SPB. تظهر القضبان الرأسية والأفقية في أجهزة التصوير 2 ميكرومتر و 30 ثانية على التوالي. تشير الأسهم إلى توطين السنتروميرات مع SPB. (د) متوسط ​​ترددات المراقبة لتقسيم centromere بنسبة مئوية تم الحصول عليها بواسطة طريقة bootstrap. يوضح الرسم البياني متوسط ​​الترددات في المائة. الخط المنقط يميز نتائج rec12 + و rec12Δ الخلايا. تشير الأرقام الموجودة بين قوسين في الجزء العلوي من الرسم البياني إلى عدد السنتروميرات التي تم فحصها. تشير أشرطة الخطأ إلى 95٪ فترات ثقة. *ص & lt 0.05 **ص & lt 0.01 (تحليل التمهيد الطلابي). n.s. ، ليست كبيرة. ص- القيم & gt 0.05 وأصغر من 0.1 موضحة بين قوسين.

أثناء الطور الأول ، تتأرجح السنتروميرات بين أقطاب المغزل في كل من النوع البري الذي يشكل التصالب والذي يفتقر إلى التصدع rec12Δ الخلايا ثنائية الصبغة ، كما ورد سابقًا (الشكل 2ج المواد التكميلية الإلكترونية ، الأفلام S1 و S2) [28]. في كلا النوعين من الخلايا ، غالبًا ما خضعت السنتروميرات الشقيقة للانقسام العابر ، مما يؤكد اكتشافنا السابق أن الارتباط ثنائي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة يحدث بغض النظر عن تكوين chiasma (الشكل 2).قبل الميلاد) [28]. تباينت ترددات الانقسام المركزي الشقيق (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S2A) ، ولكن متوسط ​​ترددات الانقسام في المائة التي تم الحصول عليها بواسطة طريقة التمهيد كانت أعلى بشكل ملحوظ في rec12Δ من الخلايا rec12 + خلايا (كان الاختلاف كبيرًا أيضًا في المعتاد ر-اختبار، ص & lt 0.01 الشكل 2د، +). في تقريرنا السابق ، لم يكن متوسط ​​تقسيم الترددات مختلفًا بشكل كبير [28] وقد يرجع هذا التناقض إلى وجود نسخة غير مميزة من Sid4 في هذه الدراسة. يؤكد التردد المرتفع للانقسام المركزي الشقيق في الخلايا التي تفتقر إلى التصالب أن التصالبات تمنع التعلق ثنائي التوجه للكروماتيدات الشقيقة.

في ark1-so rec12 + الخلايا ، كان متوسط ​​تردد الانقسام أعلى بكثير منه في rec12 + الخلايا ، التي تدعم فكرة أن الارتباط ثنائي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة قد زاد في هذه الخلايا (الشكل 2د). بالإضافة إلى ذلك ، على الرغم من أن الاختلافات لم تكن كبيرة في غيرها جنون أو ark1-so الخلايا ، تميل متوسط ​​ترددات الانقسام إلى أن تكون أعلى في rec12 + الخلفية وأقل في rec12Δ الخلفية (الشكل 2د المواد التكميلية الإلكترونية ، أفلام S3 – S6). كانت هذه الميول متسقة مع الفكرة القائلة بأنه عندما تكون آلية تصحيح الخطأ معطلة ، يزداد الارتباط ثنائي الاتجاه للكروماتيدات الشقيقة في الخلايا المكونة للتشنج ، ولكن على العكس من ذلك ينخفض ​​في الخلايا التي تفتقر إلى التصالب. الآلية التي تقود حركة السنترومير سليمة في هذه الخلايا الطافرة ، كما يتضح من عدم وجود فروق ذات دلالة إحصائية في متوسط ​​سرعات السنترومير ، والانحرافات المعيارية المتوسطة لمواضع السنترومير ومؤامرات متوسط ​​الإزاحة المربعة (MSD) من السنترومير (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S2B-D).

جاء الدعم الإضافي لتكرار أعلى من التعلق ثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة في الخلايا المعيبة لتصحيح الخطأ ، والخلايا المكونة للتجاعيد من تحليل مواضع السنترومير المتجانسة (الشكل 3)أ). في الخلايا البرية ، تم وضع السنتروميرات المتجانسة في الغالب موازية تقريبًا لمحور المغزل (بزوايا أقل من 10 درجات بالنسبة لمحور المغزل) ، بينما في جنون أو ark1-so الخلايا ، غالبًا ما كانت مواضعها مائلة وغير متوازية (أكبر من أو تساوي 10 درجات الشكل 3ب). بالإضافة إلى ذلك ، تميل السنتروميرات المتجانسة إلى أن تكون أقرب ، كما يتضح من انخفاض متوسط ​​مسافات السنترومير المتجانسة (الشكل 3قبل الميلاد). بشكل ملحوظ ، لوحظ تماثل مركزي متماثل خلال 9.2 ٪ من إجمالي وقت المراقبة في ark1-so الخلايا ولكن لم يتم ملاحظتها مطلقًا في الخلايا البرية (الشكل 3د المواد التكميلية الإلكترونية ، الجدول S1). تشير هذه الأنماط الظاهرية إلى انخفاض في القوى القطبية المتعارضة التي تمارس على السنتروميرات المتجانسة ، مما يعكس على الأرجح زيادة في تواتر الارتباط الثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة. دعماً لهذا الرأي ، قامت السنتروميرات المتجانسة أحيانًا بتبديل مواقعها بالنسبة إلى SPB عن طريق التذبذب بشكل مستقل عن بعضها البعض في ark1-so خلايا (6 مفاتيح خلال وقت المراقبة 1643 ثانية) (الشكل 3د المواد التكميلية الإلكترونية ، الجدول S1) ، تشير إلى بذل مجهود مباشر لقوى معاكسة على كل من السنتروميرات المتجانسة.

الشكل 3. الزوايا المركزية المتماثلة والمسافات وتقسيم الزوايا المركزية الشقيقة. (أ) زاوية السنتروميرات المتجانسة بالنسبة للمغزل والمسافة بينهما. تُظهر الصورة الصورة التمثيلية للسينتروميرات المتجانسة المائلة. تظهر الخطوط المنقطة البيضاء والحمراء في الصورة محاور المغزل والوسطى المتجانسة ، على التوالي. (ب) توزيع زوايا السنترومير المتجانسة بالنسبة للمغزل (الرسوم البيانية العلوية) والمخططات ثنائية الأبعاد للزوايا المتوسطة ومسافات السنتروميرات المتجانسة في كل خلية (الرسوم البيانية السفلية). (ج) يعني متوسط ​​المسافات بين السنتروميرات المتجانسة لكل خلية. تظهر الأشرطة وسائل متوسط ​​المسافات في كل خلية. تُظهر الرسومات العلاقة المتوقعة بين المرفقات والمسافة المركزية المتماثلة. تشير الأسهم السوداء إلى القوى التي تمارس على الكروموسومات. *ص & lt 0.05 (طالب ر-اختبار). n.s. ، ليست كبيرة (يظهر الرقم بين قوسين ص-القيمة). توضح الأرقام الموجودة بين قوسين أعلى الرسم البياني عدد الخلايا التي تم فحصها. تشير أشرطة الخطأ إلى الأخطاء المعيارية. (د) تلامس وتبديل الموضع من السنتروميرات المتجانسة في ark1-so الخلايا. تُظهِر الصور تخطيطات كيموغرافية للسينتروميرات المتجانسة (cen2) و SPBs. يشير المربع المنقط باللون الأحمر في الصورة اليسرى إلى تكوّن السنتروميرات. تظهر الأسهم الحمراء في الصورة اليمنى تبديل مواضع السنترومير المتماثلة بالنسبة إلى SPBs. شريط أفقي: 30 ثانية شريط عمودي: 1 ميكرومتر. لاحظ أن SPB # 2 كان خارج نطاق التركيز حول نهاية الملاحظة في الصورة الصحيحة. (ه) زاوية انقسام السنتروميرات الشقيقة والمسافة بينهما. تُظهر الصورة تقسيم السنتروميرات الشقيقة (رؤوس الأسهم) و SPBs. تشير الخطوط المنقطة إلى محاور المغزل (الأبيض) والوسط المنفصل (الأصفر والأحمر). بار ، 1 ميكرومتر. يوضح الرسم العلوي زاوية الانقسام المركزي لمحور المغزل ،θ". يوضح الرسم السفلي مرفقات MT المتوقعة من السنتروميرات الشقيقة المنقسمة المائلة. (F) توزيع زوايا تقسيم السنتروميرات الشقيقة. (ز) زيادة إمالة الانقسام في الوسط الشقيق ark1-so الخلايا. أشرطة خضراء: 0 درجة ≤ θ & lt 20 ° قضبان بنية: 20 درجة ≤ θ & lt 60 درجة أشرطة زرقاء: 60 درجة θ ≤ 90 درجة. + ، لا طفرات أخرى. تم فحص ستين و 58 و 132 و 169 و 22 و 109 من السنتروميرات الشقيقة المنقسمة في البرية ، mad2Δ ، ark1-so ، rec12Δ ، mad2Δ rec12Δ و ark1-so rec12Δ الخلايا ، على التوالي.

بالإضافة إلى هذه النتائج ، أثار تحليل مواقع الانقسام المركزي الشقيق احتمال أنه بالإضافة إلى الكروماتيدات الشقيقة ، غالبًا ما يتم ربط كروماتيد واحد بكلا القطبين. لاحظنا أن النقط المركزية الشقيقة المنقسمة كانت مائلة بشكل متكرر في مجموعة متنوعة من الاتجاهات ، وأحيانًا تكون عمودية تقريبًا على محور المغزل في كليهما. rec12 + و rec12Δ الخلايا (الشكل 3ه - ز المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S3) ، مما يشير إلى أن مرفقات المغزل لهذه الوحدات المركزية تختلف في كثير من الأحيان عن المرفقات البسيطة ثنائية الاتجاه. مقدمة من ark1-so أدت الطفرة إلى زيادة نسبة انقسام المراكز الشقيقة التي تميل نحو زاوية عمودية بالنسبة لمحور المغزل في كليهما. rec12 + و rec12Δ الخلايا (الشكل 3و ، ز المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S3) ، مما يشير إلى أن آلية تصحيح الخطأ تساهم في التخلص من هذه المرفقات بغض النظر عن تكوين chiasma. نظرًا للعلاقة بين الموضع المائل للسنتروميرات المتجانسة والتعلق الثنائي المنحى للسينتروميرات الشقيقة ، فمن المحتمل أن تعكس المواضع المائلة لتقسيم السنتروميرات الشقيقة المرفقات ثنائية الاتجاه لوسط واحد (مرفق ميرلي) جنبًا إلى جنب مع مرفق ثنائي المنحى من السنتروميرات الشقيقة (الشكل 3ه، الرسم السفلي).

بالنظر إلى كل هذه النتائج معًا ، خلصنا إلى أن chiasmata يغير أنماط تصحيح المرفقات من خلال تمكين عوامل تصحيح الخطأ للتخلص من الارتباط الثنائي المنحى للكروماتيدات الشقيقة.

2.3 Chiasmata تنسيق تذبذب مركزي متماثل

نظرًا لأنه يُعتقد أن المرفقات غير المتوترة يتم التخلص منها بواسطة عوامل تصحيح الخطأ ، فقد سعينا إلى تحديد ما إذا كانت chiasmata تقلل التوتر عبر السنتروميرات الشقيقة عن طريق قياس المسافات المركزية بين الشقيقة المسقطة على محور المغزل ، والتي ربما تعكس التوتر الناتج عن قوى سحب القطب (التكميلية الإلكترونية المواد والأرقام S3 و S4). كشفت المسافات المسقطة في الخلايا من النوع البري عن مجموعتي توزيع متميزتين غطتا نطاقات مسافة مميزة ، في حين أن المسافات في rec12Δ كشفت الخلايا عن مجموعة توزيع واحدة (مادة تكميلية إلكترونية ، الشكل S4C). مجموعة التوزيع التي غطت نطاق المسافة الأطول في الخلايا البرية نشأت في الغالب من مجموعة بيانات لخلية واحدة موضحة في الشكل 2 (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S4C ، WT w / o). بصرف النظر عن وجود أو عدم وجود مجموعة البيانات هذه ، فإن متوسط ​​المسافة المتوقعة في الخلايا البرية لا تختلف اختلافًا كبيرًا عن تلك الموجودة في rec12Δ الخلايا (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S4D). لذلك ، لم نتمكن من التوصل إلى استنتاج حول ما إذا كان التوتر عبر السنتروميرات الشقيقة قد تغير من خلال chiasmata.

نظرًا لأنه لا يمكن تقييم تغيرات التوتر في تحليلاتنا ، قمنا بعد ذلك بفحص ديناميكيات السنترومير بمزيد من التفصيل للحصول على فكرة حول الإزالة المعتمدة على التصالب للتعلق ثنائي التوجه للكروماتيدات الشقيقة. لاحظنا أنه في الخلايا البرية المكونة للتشنج ، تميل السنتروميرات المتجانسة إلى التحرك في نفس الاتجاه وعكس الحركات بطريقة منسقة ، في حين أن هذا الاتجاه لم يكن واضحًا في حالة نقص التصالب. rec12Δ الخلايا. في الواقع ، تحركت السنتروميرات المتجانسة في نفس الاتجاه خلال 66.2٪ و 46.7٪ من وقت المراقبة في النوع البري و rec12Δ الخلايا ، على التوالي (الشكل 4أ) النسبة الأخيرة قريبة من نسبة الحركة العشوائية. بالإضافة إلى ذلك ، في ark1-so الخلايا ، غالبًا ما تصل السنتروميرات إلى SPB دون عكس تحركاتها وتوطينها معًا (لوحظ التوطين المشترك خلال 6.4 ٪ من وقت المراقبة في ark1-so الخلايا ، ولكن ليس في الخلايا البرية الشكل 2ج, ark1-so، الأسهم) ، مما يشير إلى أن انعكاس السنترومير يتأثر بانخفاض أنشطة الشفق القطبي. تشير هذه الملاحظات إلى وجود علاقة بين التذبذب المركزي وتصحيح التعلق.

الشكل 4. العلاقة بين الحركات المركزية المتجانسة وتحليل الارتباط لديناميات السنترومير في الطور الأول (أ) اتجاه حركة السنتروميرات المتجانسة. تشير الأشرطة الزرقاء والصفراء إلى نسب زوج من السنتروميرات المتجانسة تتحرك في نفس الاتجاه وفي الاتجاه المعاكس ، على التوالي. (ب) الارتباط التلقائي (AC) والارتباط المتبادل (CC) لسرعات السنترومير. تظهر العلاقة بين قيم الارتباط (AC أو CC) وحركات centromere. تظهر الأسهم فوق الكروموسومات اتجاه حركات السنترومير. (ج) ACF و CCF لسرعات centromere في البرية من النوع و rec12Δ الخلايا. تشير الخطوط الزرقاء والخطوط المنقطة الحمراء ، على التوالي ، إلى متوسط ​​قيم الارتباط وفواصل الثقة 95٪ التي تم الحصول عليها بواسطة طريقة التمهيد. (د) ص- قيم قيم ACF و CCF في النقاط الزمنية المشار إليها. (ه) ص- القيم بين قيم CCF للنوع البري و rec12Δ الخلايا في النقاط الزمنية المحددة. العلامات النجمية في (د,ه) تشير إلى اختلافات كبيرة. عدد الخلايا التي تم فحصها وإجمالي أوقات المراقبة (كما هو موضح بين قوسين) هي كما يلي. النوع البري: 14 خلية (1326.8 ثانية) rec12Δ: 11 خلية (1193.4 ثانية).

لتأكيد التنسيق المعتمد على التصدع للتذبذب المركزي المتماثل ، قمنا بتمييز حركات السنترومير بطريقة كمية باستخدام وظيفة الارتباط ، وهو أمر مفيد لتوصيف تذبذب السنترومير (على سبيل المثال [39-41]). على وجه التحديد ، قمنا بجمع سرعات السنترومير بالنسبة إلى SPB التي تم الحصول عليها من جميع الخلايا المرصودة وحساب معاملات الارتباط بين السرعات المفصولة بأوقات تأخر مختلفة (الشكل 4ب). انخفضت مؤامرة الارتباط التلقائي للخلايا من النوع البري ووصلت إلى قيمة سالبة وإن كانت صغيرة ، وكانت القيمة السالبة ذات دلالة إحصائية حوالي 35 ثانية (الشكل 4ج ، د، WT). يشير هذا إلى أن حركات السنترومير تميل إلى الانعكاس حوالي 35 ثانية في الخلايا البرية المكونة للتجاعيد (الشكل 4ب، أعلى اليمين). مؤامرات الارتباط التلقائي لـ rec12Δ أظهرت الخلايا أيضًا نمطًا مشابهًا ، مما يشير إلى أن السنتروميرات تتأرجح في حالة نقص التصالب rec12Δ الخلايا بطريقة مماثلة (الشكل 4ج,د, rec12Δ). وهكذا ، تتأرجح السنتروميرات بين SPBs مع دورية ضعيفة ولكن مهمة بطريقة مستقلة عن chiasma.

درسنا بعد ذلك العلاقة بين سرعات السنتروميرات المتجانسة من خلال تحليل الارتباط المتبادل. زادت مؤامرة الارتباط المتبادل للخلايا من النوع البري من قيمة سالبة ووصلت إلى ذروتها عند قيمة موجبة حوالي 35 ثانية (الشكل 4ج) ، وكانت كل من القيم السلبية والموجبة ذات دلالة إحصائية (الشكل 4د، WT). يوضح هذا أن الكواكب المركزية المتجانسة تميل إلى التحرك في نفس الاتجاه (الشكل 4ب، أسفل اليسار) وعكس حركاتهم كل حوالي 35 ثانية (الشكل 4ب، أسفل اليمين). وبالتالي ، يتم تنسيق التذبذب المركزي المتجانس. على النقيض من ذلك ، مؤامرة rec12Δ اختلفت الخلايا اختلافًا كبيرًا عن المؤامرة من النوع البري ولم تظهر أي ارتباط كبير في أي أوقات تأخير (الشكل 4جه, rec12Δ). تشير هذه النتيجة إلى نقص التنسيق في الحركات المركزية المتجانسة. توضح هذه النتائج أن chiasmata تنسق تذبذبًا مركزيًا متماثلًا.

تميزنا أيضًا بحركات centromere في ark1-so الخلايا. كانت قيمة الارتباط المتبادل عند 0 ثانية سلبية ، كما هو الحال في الخلايا البرية ، مما يشير إلى أن السنتروميرات المتجانسة تميل إلى التحرك في نفس الاتجاه (المادة التكميلية الإلكترونية ، الشكل S5A ، B). ومع ذلك ، ضاعت الأهمية الإحصائية لقيم الارتباط لرسومات الارتباط التلقائي والارتباط المتبادل في حوالي 35 ثانية (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S5A-C). تشير هذه الملاحظة إلى ضعف دورية تذبذب السنترومير وتتوافق مع انعكاس السنترومير المتغير في ark1-so الخلايا. على النقيض من ذلك ، لم يلاحظ مثل هذا التغيير في جنون الخلايا ، التي يتمثل عيبها الرئيسي في تثبيط يعتمد على SAC لبداية الطور المبكر (المواد التكميلية الإلكترونية ، الشكل S5D-F). الحقائق التي تنسق chiasmata التذبذب المركزي المتجانس وأن ديناميكيات التذبذب تتغير في ark1-so تزيد الخلايا من احتمال ارتباط التذبذب المركزي بإزالة التعلق.

2.4 Dam1 مطلوب لتصحيح المرفق المعتمد على chiasma

لمزيد من استكشاف العلاقة بين إزالة التعلق والتذبذب المركزي ، بحثنا بعد ذلك عن طفرات حركية معيبة في التخلص من التعلق المعتمد على التصالب. من بين بروتينات kinetochore ، اشتبهنا في أن Dam1 قد يساهم في تصحيح التعلق وتذبذب السنترومير لأن Dam1 عبارة عن ركيزة Aurora B ومكون من مركب Dam1 / DASH الذي يُعتقد أنه يقود الفصل الكروموسوم عن طريق اقتران تقصير MT مع حركات kinetochore [42-50) ] وجدنا أن إزالة الارتباط المعتمد على chiasma كان ضعيفًا في الخلايا التي تحمل السد 1 حذف (دام 1Δ).

دام 1Δ cells exhibited largely normal spore formation and only a slight decrease in spore viability (electronic supplementary material, figure S6A,B). This observation indicates that meiotic chromosome segregation is not severely impaired in dam1Δ cells, being consistent with the fact that Dam1 is not essential for chromosome segregation in mitosis [51]. In addition, both crossover and non-crossover recombination occurred at a wild-type level in dam1Δ cells (electronic supplementary material, figure S6ج), indicating that recombination-dependent chiasma formation is normal in dam1Δ الخلايا.

Importantly, the dam1Δ mutation impaired disjunction of homologous chromosomes (figure 5أ), as seen in mad2Δ و ark1-so mutants [25,52]. Furthermore, the dam1Δ mutation increased equational segregation of sister chromatids in rec12 + cells (figure 5ب, left) but it decreased equational segregation in sgo1Δ rec12Δ or haploid meiotic sgo1Δ cells (figure 5ب,ج). Consistent with the equational segregation frequencies, the mean splitting frequencies of sister centromeres decreased in dam1Δ rec12Δ cells, and although the difference was not significant, the mean splitting frequencies tended to be higher in dam1Δ cells (figure 5د,ه electronic supplementary material, figure S2A). In addition, opposing forces exerted on homologous centromeres decreased, as demonstrated by the increase in tilted, non-parallel positioning of homologous centromeres and the reduction in their distances (figure 5F,ز). These phenotypes mirror those of error correction-defective mad2Δ و ark1-so mutants (figure 3ب,ج). Furthermore, as seen in ark1-so cells, the proportion of splitting sister centromeres that were tilted towards a perpendicular direction increased irrespective of chiasma formation (figure 5h,i electronic supplementary material, figure S3). These similarities to error correction-defective mutants strongly suggest that attachment correction is defective in dam1Δ الخلايا. ال dam1Δ mutation significantly shortened the mean projected distances (electronic supplementary material, figure S4C,D), suggesting a reduction in opposing forces exerted on sister centromeres.

Figure 5. Effects of the dam1Δ mutation on chromosome attachment to the spindle at meiosis I. (أ) Frequencies of non-disjunction of homologous chromosomes (cen2). (b,c) Equational segregation frequencies of sister chromatids (cen2) in diploid (ب) و pat1 haploid cells (ج) at meiosis I. In (a–c), chromosome segregation was analysed in more than 50 cells, and bars show averages of more than three independent experiments. Error bars show standard errors. *ص < 0.01 **ص < 0.005 ***ص < 0.0001 (Student's ر-test). (د) Separated sister centromeres in dam1Δ الخلايا. Maximum projection images of centromeres and SPBs taken every approximately 3 s were arranged from left to right. Arrowheads show separated sister centromeres. Bar, 2 µm. (ه) Observation frequencies of centromere splitting obtained by the bootstrap method. Graph shows the mean frequencies per centromere. *ص & lt 0.05 **ص < 0.01 n.s., not significant (ص-value is shown in parentheses). Error bars show 95% confidence intervals. Numbers in parentheses at the top of the graph indicate the numbers of centromeres examined. +, no other mutations. Means of wild-type and rec12Δ cells were adopted from figure 2. Dotted line distinguishes results of rec12 + و rec12Δ الخلايا. (F) Distribution of angles of homologous centromeres relative to the spindle (upper graph), and 2D plots of the mean angles and distances of homologous centromeres in each cell (lower graph). (ز) Distances between homologous centromeres. Graph shows means of the mean distances in each cell. Drawings show the predicted relationship between attachments and homologous centromere distances. Black arrows indicate forces exerted on chromosomes. Numbers in parentheses indicate the number of cells examined. *ص < 0.001 (Student's ر-test). Error bars indicate standard errors. (ح) Distribution of angles of splitting sister centromeres. Dotted red lines show the distributions of wild-type and rec12Δ الخلايا. (أنا) Increased tilting of splitting sister centromeres in dam1Δ الخلايا. Green bars: 0° ≤ θ < 20° brown bars: 20̊ ≤ θ < 60° blue bars: 60° ≤ θ ≤ 90°. +, no other mutations. Eighty-three and 56 splitting sister centromeres were examined for dam1Δ و dam1Δ rec12Δ cells, respectively.

The attachment changes did not result from premature anaphase onset or impaired Aurora B localization, as dam1Δ cells exhibited delayed anaphase onset (metaphase duration: 11.4 ± 0.7 min in wild-type cells (ن = 10) and 31.5 ± 2.3 min in dam1Δ cells (ن = 6)) and Aurora B localization patterns similar to those seen in wild-type cells (pre-anaphase punctate localization adjacent to kinetochores and anaphase spindle localization electronic supplementary material, figure S7A,B).

2.5 Dam1 is required for metaphase centromere oscillation and anaphase A

We also found that centromere oscillation was abolished in dam1Δ الخلايا. At metaphase I in both dam1Δ و dam1Δ rec12Δ cells, spindle length tended to increase (electronic supplementary material, figure S8A), perhaps reflecting the loss of inward pulling forces generate by kMT depolymerization [53], and although centromeres were on the spindle, as in wild-type cells, they remained largely still without undergoing oscillation (figure 6أ,ب electronic supplementary material, Movies S7–S11). Accordingly, centromere velocities and the standard deviation of centromere positions decreased markedly, and the MSD plots shifted downward (figure 6ج electronic supplementary material, figure S8B,C). The auto- and cross-correlation plots exhibited different patterns from those in wild-type and rec12Δ cells (electronic supplementary material, figure S8D–F).

Figure 6. Centromere and spindle dynamics at meiosis I in dam1Δ الخلايا. (أ) Behaviour of centromeres (cen2) and the spindle at meiosis I. Green indicates cen2 and SPB, and magenta indicates the spindle. Numbers indicate time (in minutes). Arrows and arrowheads indicate the SPB and cen2، على التوالى. White lines indicate cell outlines. Bar, 5 µm. (ب) Changes in centromere and SPB positions at metaphase I in dam1Δ و dam1Δ rec12Δ الخلايا. Left images show kymograph of centromeres (cen2) and SPBs and right graphs show changes in centromere–SPB and SPB–SPB distances. Vertical and horizontal bars of kymographs show 2 µm and 30 s, respectively. (ج) Mean centromere velocities. Dotted lines distinguish results of rec12 + and rec12Δ الخلايا. (د) Changes in centromere–SPB and SPB–SPB distances during anaphase I. (ه) Loss of anaphase A centromere movements in dam1Δ الخلايا. Photos show changes in centromere positions during anaphase I. Numbers show time in minutes from the start of anaphase. Dotted lines and arrowheads in photos show positions of SPB and cen2، على التوالى. Bar, 2 µm. Graph shows the mean centromere–SPB distances during metaphase I (Meta) and anaphase I (Ana). Numbers of centromeres examined are shown in parentheses. A dotted line in graph distinguishes results of wild-type and dam1Δ الخلايا. Error bars show standard error. *ص & lt 0.05 **ص < 0.01 ***ص < 0.0005 n.s., not significant (Student's ر-test).

In addition to centromere oscillation, anaphase poleward centromere movements were impaired in dam1Δ الخلايا. Upon anaphase onset, homologous centromeres normally separate from each other by poleward movements (anaphase A), and then by spindle elongation (anaphase B) (figure 6أ,د,ه, WT) [23]. في dam1Δ cells, however, anaphase poleward centromere movements rarely occurred, and their distances from the nearest SPBs were largely unchanged (figure 6a,d,e electronic supplementary material, figure S8G,H). Nonetheless, homologous centromeres successfully separated from each other as the spindle elongated (figure 6أ,د), indicating that homologous centromeres undergo anaphase B without undergoing anaphase A. Notably in this regard, anaphase A movements were impaired in rec12Δ cells due to bi-oriented attachment of sister chromatids (electronic supplementary material, figure S8H) [28]. The lack of centromere oscillation and anaphase A are consistent with previously reported dam1Δ phenotypes: kinetochores remain at the MT ends for a long time (more than 20 min) and inhibit MT disassembly after kinetochore attachment to the MT ends [43,54], and chromosomes frequently fail to reach the SPB during mitotic anaphase [51,55]. The coincidental impairment of centromere oscillation, together with the attachment correction defect, provides further support for a link between attachment correction and centromere oscillation.

3. Discussion

3.1. Roles of chiasmata and Dam1 in attachment correction

In this study, we investigated whether chiasmata cause elimination of bi-oriented attachment via the error correction mechanism by analysing the attachments in mad2Δ أو ark1-so cells forming or lacking chiasmata. Analysis of sister chromatid segregation, transient sister centromere splitting and homologous centromere positioning collectively revealed that in the mad2Δ و ark1-so backgrounds, bi-oriented attachment of sister chromatids increased in chiasma-forming cells, but mono-oriented attachment increased in chiasma-lacking cells. Presumably, sister chromatids are initially frequently bi-oriented irrespectively of chiasma formation, but the error correction mechanism eliminates bi-oriented attachment specifically in chiasma-forming cells. Less prominent impacts of the mad2Δ mutation on attachments than those of the ark1-so mutation probably resulted from distinct mutation-dependent defects. ال mad2Δ mutation decreases the time available for correction but does not compromise attachment elimination unlike the ark1-so طفرة في mad2Δ cells, despite attachment elimination, the shortage of the correction time probably resulted in incomplete attachment correction. Together, these observations indicate that chiasmata enable error correction factors to eliminate bi-oriented attachment of sister chromatids that are otherwise not eliminated.

A previous study reported that mad2 و ark1 mutations increased bi-oriented attachment of sister chromatids in the absence of chiasmata [31], contradicting the results of this study. ال ark1-as mutation and a different centromere marker used in that previous study may have affected attachments. In addition, it is important to note that pairing of homologous centromeres, which occurs during meiotic prophase, may affect the initial kinetochore–MT interaction. However, the contribution of centromere pairing to the observed differences between chiasma-forming and chiasma-lacking cells is probably negligible because centromere pairing occurs at a largely normal level in rec12Δ cells [56] and equational segregation frequencies in haploid meiotic cells, which lack pairing, were almost the same as those in rec12Δ cells (figure 1ه,F).

In addition to bi-oriented attachment of sister chromatids, our analysis of sister centromere tilting suggested frequent occurrence of merotelic attachment and its elimination by the error correction mechanism, irrespective of chiasma formation. Indeed, merotelic attachment is frequently observed in chiasma-forming meiotic cells as well as in chiasma-lacking mitotic cells [57,58]. Tilted centromere positioning may have resulted from only one of the sister centromeres interacting with MT (monotelic attachment) or from detachment of sister centromeres from MTs after separation. However, given the active mobilities of splitting sister centromeres (electronic supplementary material, figure S2B–D) and the stable end-on attachment seen in dam1Δ cells [43,54], these events are likely to be rare. It is also possible that both sister centromeres interact with MTs extending from the same pole (syntelic attachment), one laterally and the other at the ends, as in vertebrate cells [59], and that bi-directional lateral sliding of one of the centromeres causes tilted positioning. However, the consistency of the frequencies of sister centromere splitting with those of equational segregation suggests that syntelic attachment is probably transient, if it occurs at all.

We also found that the dam1Δ mutation increased bi-oriented attachment of sister chromatids in chiasma-forming cells and increased mono-oriented attachment in chiasma-lacking cells. This suggests that Dam1 plays a crucial role in the attachment correction. The increased tilting of splitting sister centromeres seen in rec12 + dam1Δ cells further supports this notion. لأن dam1Δ cells exhibited delayed anaphase onset, Dam1 must contribute to attachment elimination via an SAC-independent pathway. Given that Dam1 plays a crucial role in kinetochore–MT interaction and is a substrate of Aurora B [42,51,60], we speculate that the Dam1 complex is directly involved in the attachment elimination process as a component of the Aurora B regulatory pathway.

3.2 Functions of chiasmata and Dam1 in centromere oscillation

Using the correlation functions, we showed that centromeres oscillated irrespectively of chiasma formation and that chiasmata coordinated homologous centromere oscillation. Various experimental- and/or simulation-based studies demonstrated that coordinated oscillation of sister chromatids depends on the tension generated by sister centromere cohesion [10,61–71]. Given this notion, it is likely that coordinated homologous centromere oscillation similarly depends on tension generated by chiasmata. During oscillation of mitotic sister centromeres, kinetochore-interacting MT bundles (kMTs) extending forward of the moving centromeres (leading kMTs) drive centromere movements by their disassembly, whereas those extending rearward (trailing kMTs) assemble (electronic supplementary material, figure S9A, centromere movement and kMT dynamics) [4–6,10], and switching of either the leading or trailing kMTs induces reversal of centromere movements (electronic supplementary material, figure S9A, centromere movement and kMT dynamics) [72]. In fission yeast, Kinesin-8 motors, Klp5 and Klp6, that promote disassembly of longer kMTs induce kMT switching in the proximity of the equator [41,71,73,74]. The kMT switching causes transient centromere relaxation or stretching (electronic supplementary material, figure S9A, mitosis, transition state), which likely induces coordinated assembly/disassembly switching of the other kMTs through force-dependent changes in MT dynamics [75–78]. During homologous centromere oscillation, the kMTs probably undergo assembly and disassembly in a similar manner, and the chiasma-dependent link generates a temporal tensile change that coordinates assembly/disassembly switching of the kMTs (electronic supplementary material, figure S9A, meiosis I).

We also found that Dam1 was essential for centromere oscillation and anaphase A poleward centromere movements. This finding indicates that centromere oscillation and anaphase A depend on the same mechanism. The Dam1 complex probably drives centromere movements by coupling MT disassembly to centromere movement [49,50]. It may also promote MT disassembly, as kMT shortening is inhibited after kinetochore capture in dam1Δ cells [43,54,79]. Despite the lack of centromere oscillation and anaphase A, kinetochore–MT interactions were not eliminated in dam1Δ cells, as demonstrated by sister centromere splitting and anaphase B centromere movements. Therefore, a factor(s) in addition to Dam1 may cooperatively drive centromere movement. The factors that are likely to mediate kinetochore–MT interaction in dam1Δ cells include the Ndc80 complex, a distinct kinetochore–MT interface factor and the Klp5/Klp6 complex, which can couple MT disassembly to cargo movement like the Dam1 complex and play crucial roles in centromere oscillation and/or chromosome segregation [71,73,74,80–87]. Indeed, kinesin-8 motors are essential in dam1Δ cells [51] and contribute to stable kinetochore–MT interaction during centromere oscillation [73].

3.3 Functions of chiasma and Dam1 in attachment elimination

The precise mechanism of chiasma-dependent attachment elimination and the mechanism of Dam1-dependent attachment elimination itself remain unclear. It was previously proposed that chiasmata eliminate bi-oriented attachment of sister chromatids by generating a chromosome configuration that arranges sister kinetochores outward and the Aurora B-enriched region inward [31,88]. In this model, poleward pulling brings improper attachment sites close to the Aurora B-enriched region, leading to the elimination of the attachments. However, this configuration requires firm association of sister centromeres. When sister centromeres separate as seen in our study, improper attachment sites would barely approach the Aurora B-enriched region (electronic supplementary material, figure S9B). Therefore, the validity of this model remains debatable.

It is possible that chiasmata eliminate bi-oriented attachments by reducing tension across sister centromeres. Indeed, although we could not observe significant difference between projected inter-sister centromere distances of rec12 + و rec12Δ cells, a subset of the distances in the rec12 + cells covered a slightly shorter distance range than those covered in rec12Δ cells, suggesting a reduction in tension. However, in a rec12 + cell shown in figure 2, the projected centromere distances were comparable to or greater than those in rec12Δ cells (electronic supplementary material, figure S4C), suggesting that at least in this particular cell, tension was probably not reduced. Nonetheless, the bi-oriented attachment was eliminated as demonstrated by re-association of the splitting sister centromeres (figure 2ب,ج, WT). Therefore, we speculate that chiasma-dependent attachment elimination is not solely dependent on the reduction in overall tension.

Our finding that both chiasmata and Dam1 contribute to centromere oscillation raises the possibility that attachment elimination is coupled to centromere oscillation. This possibility is supported by our finding that homologous centromere oscillation dynamics are altered in the error correction-defective ark1-so متحولة. One possible explanation is that centromere oscillation causes elimination of erroneous attachments. In chiasma-forming cells, when improperly attached homologous centromeres undergo oscillation via coordinated disassembly and assembly of the leading and the trailing kMTs (electronic supplementary material, figure S9C, Meiosis I), stochastic and/or length-dependent initiation of assembly/disassembly MT switching may give assembling kMT ends a chance to experience a chiasma-dependent minus end-directed load at improper attachment sites. The minus end-directed load applied to the assembling kMT ends may bring attachment sites close to the inner centromere region, inducing Aurora kinase-dependent kMT detachment. Alternatively, the minus end-directed load may cause kMT detachment due to the intrinsically weak resistance of the interaction between assembling MTs and the kinetochore to a minus end-directed load. Indeed, attachment of Stu2, a XMAP215/Dis1 family kinetochore component in budding yeast, to assembling MT ends can withstand a tensile force of approximately 4 pN under plus end-directed load [89], whereas attachment of Xenopus XMAP215 can withstand a force of only approximately 1 pN force under minus end-directed load [90]. In this model, chromosome oscillation actively eliminates improper attachments by applying a load to the improper attachment sites, and the lack of chiasmata or centromere oscillation impairs attachment elimination.

An alternative, but not mutually exclusive, possibility is that attachment elimination requires an attachment property that enables centromere oscillation. We found that centromere oscillation is impaired in ark1-so الخلايا. In addition, expression of mutant forms of the kinetochore component Ndc80 that cannot be phosphorylated by Aurora B inhibits centromere oscillation [81,83]. These observations indicate that centromere oscillation requires Aurora B-dependent kinetochore phosphorylation. In addition, variants of Dam1 or Ndc80 bearing Aurora B-phosphomimetic mutations form diffusible attachment to the MT lattice and exhibit diffusion-like movements on the MT [44,46,91]. Therefore, centromere oscillation probably depends on Aurora B-dependent diffusible attachment. Because diffusion activities of kinetochore components increase as their MT affinities decrease, only diffusible attachments may allow attachment elimination. In the absence of Dam1, attachment may become non-diffusible and non-eliminable, resulting in impairment of both centromere oscillation and elimination of erroneous attachments. Further close investigation of the effects of the phospho-mutant forms of Dam1/Ndc80 on attachment correction and centromere oscillation would be important to verify this possibility.

The chromosome oscillation-dependent mechanism can also account for the elimination of merotelic attachment of a single chromatid in a chiasma-independent manner and in both mitosis and meiosis. Perhaps, cohesin-dependent coordinated oscillation of sister chromatids eliminates merotelic attachment in the same way that coordinated homologous chromosome oscillation eliminates bi-oriented attachment of sister chromatids (electronic supplementary material, figure S9C, mitosis). Consistently, a loss of sister chromatid cohesion causes merotelic attachment in mitosis [92,93], and in dam1Δ cells, impaired centromere oscillation was accompanied by increased sister centromere tilting, a probable outcome of merotelic attachment, irrespectively of chiasma formation (figure 5أنا). Furthermore, the oscillation-dependent mechanisms likely contribute to attachment elimination in vertebrates, although the mechanisms are not completely the same, as demonstrated by additional contribution of Aurora A kinase to centromere oscillation and attachment correction [94,95].

The oscillation-dependent mechanism does not deny the importance of overall tension across sister centromeres in attachment elimination. It is clear that as the number of properly attached kMTs increases, tension across sister centromeres increases. Gradual elevation of tension may incrementally decrease kinetochore phosphorylation levels, resulting in an incremental increase in MT binding affinity of kinetochores, as in the case of Ndc80 phosphorylation [91]. An alternative, but not mutually exclusive, possibility is that tension greater than some threshold alters the kinetochore phosphorylation state. Kinetochore phosphorylation is regulated by phosphatases in addition to Aurora B [96], and the antagonistic actions of these enzymes may robustly maintain the kinetochore phosphorylation state during metaphase, as suggested for antagonistic regulatory systems [97]. However, once tension exceeds the threshold, the kinetochores may be completely dephosphorylated by the kinetochore regulatory system [96,98,99]. In either case, tension converts the metaphase-type diffusible, correctable attachments to the anaphase-type non-diffusible, non-correctable attachments, linking establishment of proper attachments with the metaphase-to-anaphase transition. This scenario is consistent with the well-established relationship between tension and loss of Aurora-dependent phosphorylation and attachment stabilization (e.g. [12,27,100, 101]). In addition, in this scenario, a reduction in tension leads to an increase in kinetochore phosphorylation, making the kinetochore state preferable for attachment correction this can account for correction of merotelic attachment induced by reduced tension [102].

In this study, we showed that chiasmata and Dam1 differentially contribute to the elimination of erroneous attachments and centromere oscillation. These findings raise the possibility that attachment elimination is coupled with centromere oscillation. The precise mechanisms of chiasma-dependent or Dam1-dependent attachment elimination, as well as the relationship between centromere oscillation with attachment elimination, remain to be elucidated. However, our findings and the suggested relationship will undoubtedly shed new light on understanding of the mechanisms of attachment correction and centromere oscillation. Because chromosome missegregation is associated with various diseases or disorders, including tumorigenesis and birth-related Down's syndrome, our findings may be of clinical importance.

4. Material and methods

4.1 Yeast strains, media and basic genetical methods

Strains used in this study are shown in electronic supplementary material, tables S2 and S3. Media and basic genetical methods used in this study were described previously [103]. ال dam1 deletion strain was generated by replacing the entire dam1 gene with the G418-resistance gene by a PCR-based method [104,105].


مقدمة

Although the number of reciprocal recombination events at meiosis is similar for organisms with widely different genome sizes such as the mouse and lily (which have between 20 and 50 events), the number of DNA-DNA interactions that are recognized by RAD51/DMC1p immunocytology at prophase of meiosis is much higher (250 for the mouse and more than 2000 for lily)(Anderson et al., 2001). It follows that most or all of these early interactions do not necessarily function in the formation of reciprocal events. Conceivably, the numbers relate to genome size, 3.3 pg for the mouse and 141 pg for lily. However, the genome sizes differ by a factor of 43, whereas the number of RAD51/DMC1 foci in the mouse differs only by a factor of 10 from the lily. A better correlate appears to be the length of paired prophase chromosomes, as measured by the total length per nucleus of the synaptonemal complexes, SCs, which are the axes of the bivalents (about 200 μm for the mouse and about 3000 μm for lily). The tentative conclusion is that these foci, which are associated with the chromosome cores and SCs, function in SC formation(Anderson et al., 2001). Synaptic failure in the absence of RAD51/DMC1 foci in SPO11 -/- mice also suggests a role for early nodules in synapsis(Baudat et al., 2000Romanienko and Camerini-Otero,2000).

Molecular models for the resolution of DNA-DNA interactions without reciprocal recombination have been discussed by Gilbertson and Stahl(Gilbertson and Stahl, 1996)and involve helicase-topoisomerase activity to resolve joint molecules. The acquisition of replication protein A, RPA and Bloom mutated protein, BLM, at the RAD51/DMC1 sites might be the physical manifestation of the models —RPA may stimulate BLM-RecQ helicase activity(Brosh et al., 2000) in concert with topoisomerase IIIa (Johnson et al., 2000) to resolve the early DNA-DNA interactions at the RAD51/DMC1 sites.

The development of reciprocal genetic exchange events at meiosis in many fungi, plants and animals can be monitored at several levels: (1) at the chromosomal level by chiasmata, which are the sites of reciprocal recombination (Jones, 1987)(2) by the recombination nodules, RNs, which correlate with genetic and cytological patterns of recombination(Carpenter, 1975Carpenter, 1979Albini and Jones, 1988) and(3) by the MLH1p sites, which are associated with crossover sites(Anderson et al., 1999)

Nodules are SC-associated, electron-microscope-defined structures that have been reported in the meiocytes of protists, fungi, plants and animals. In early meiotic prophase, `nodules' refer to the several hundreds of small dense bodies about 100 nm in diameter that are associated with chromosome cores and SCs and contain the RAD51/DMC1 proteins in lily(Anderson et al., 1997), mouse and human (Haaf et al., 1995Moens et al., 1997Barlow et al., 1997). Since the correlation of these structures with reciprocal recombination is tenuous, they are usually referred to as `early nodules', EN. The late RNs, as originally defined by Carpenter (Carpenter,1975) in ذبابة الفاكهة سوداء البطن oocyte SCs, correspond in number and location to reciprocal recombinant events in normal and mutant D. melanogaster. In the rat, `late RNs' are well defined electron-dense bodies of variable shape and size, 100 to 200 nm, located on the mature SC at pachytene stage VII of the spermatogenic pathway but not in earlier pachytene stages I to V (Clermont,1972 Moens,1978). Cross-sectioned SCs and whole-mount, shadow-cast EM preparations show that RNs are located on the surface of the SC either along the central element or obliquely across the SC(Fig. 7). The reported number of late RNs (19 to 22 per nucleus) in complete EM-reconstructed rat-pachytene nuclei, their non-random distribution and their association with MLH1 (Mut L homolog) protein in rat and mouse (this report), agree with their proposed function in reciprocal recombination by Carpenter(Carpenter, 1975Carpenter, 1979). A number of publications have assigned various proteins to RNs but the assignments have not previously been verified by EM demonstration of these proteins on the RNs.

Definition of a rat recombination nodule, RN, in a shadow-cast preparation of an SC. (A) The SC consists of two lateral elements, le, and a median central element. (B) Occasionally RPA can be detected at these RNs. Mouse RNs are somewhat smaller and less distinct and are therefore visualized with PTA in the other illustrations. The width of the SC is about 200 nm.

Definition of a rat recombination nodule, RN, in a shadow-cast preparation of an SC. (A) The SC consists of two lateral elements, le, and a median central element. (B) Occasionally RPA can be detected at these RNs. Mouse RNs are somewhat smaller and less distinct and are therefore visualized with PTA in the other illustrations. The width of the SC is about 200 nm.

We report the events in individual mouse and rat spermatocyte nuclei from early to late meiotic prophase in terms of chromosome core behavior and associated protein complexes. The immunofluorescence observations are refined and detailed by immunoelectron microscopy of the recombination-related proteins and by EM visualization of RNs. These observations are interpreted in the context of the chromosome synapsis and reciprocal recombination and discussed in relation to reports by others on these events.


Perspectives and Future Aims

The mechanisms behind inverted meiosis in holocentric organisms are currently unknown. The occurrence of inverted meiosis demands modification in the conserved mechanisms of meiotic cohesion and chromosome segregation. New adaptations and differential regulation of meiotic cohesions such as REC8 and centromere cohesion guardians such as shugoshins are expected to have happened. Additionally, modification of the spindle attachment machinery also should be expected due to an alternative centromeric organization. Furthermore, the observed chiasmata formation between holocentric chromosomes demands adaptations of the mechanisms that prevent recombination at or around centromeres. The limited knowledge of holocentromeres and close relatives of Cyperaceae limits us to speculate about what to expect in terms of adaptations of the meiotic recombination machinery to holocentricity. Future studies aiming the molecular characterization of such mechanisms will be of interest for evolutionary and comparative biology studies.


الانتماءات

Division of Evolutionary Biology, LMU Munich, Planegg-Martinsried, Germany

Joshua V. Peñalba & Jochen B. W. Wolf

يمكنك أيضًا البحث عن هذا المؤلف في PubMed Google Scholar

يمكنك أيضًا البحث عن هذا المؤلف في PubMed Google Scholar

مساهمات

J.V.P. wrote the manuscript. J.B.W.W. edited the manuscript before submission. Both authors researched data for the article and substantially contributed to the discussion of content.

Corresponding authors


Variability of Chiasma Frequencies in Different Tomato Species

This article presents the results of comparative studies of the frequency and distribution of chiasmata in pollen mother cells (PMCs) in five diploid tomato species, Solanum lycopersicum, S. pimpinellifolium, S. peruvianum, S. habrochaites، و S. neorickii, and one autotetraploid species, S. pimpinellifolium. It was established that under the same growing conditions, the total chiasma frequency in the cell depended on the species. At the same time, the green-fruited species S. peruvianum, S. neorickii، و S. habrochaites differed in distal chiasma frequency, while the red-fruited species S. lycopersicum و S. pimpinellifolium differed in interstitial chiasma frequency. It was shown that the total chiasma frequency in PMCs of plants of one species is a stable index of recombination potential that does not depend on the growing conditions. The redistribution between distal and interstitial chiasmata was found to be more variable, depending on the species, year, geographic growth conditions. In autotetraploid, the chiasma frequency per bivalent was lower than that in diploid S. pimpinellifolium plants, primarily due to interstitial chiasmata, the frequency of which remained at the level characteristic for diploid plants. It was concluded that the recombination plasticity of the tomato genomes was due to the redistribution of chiasmata along bivalents, and not to the change in their number in the cell.


مقدمة

Historically, chromosomal rearrangements have long been recognized as a major driving force promoting divergence (White, 1978), but it was only recently that the role of rearrangements as recombination modifiers has been recognized and formalized in the recombination suppression models of chromosomal speciation (Noor وآخرون., 2001 Rieseberg, 2001 Navarro and Barton, 2003 Ayala and Coluzzi, 2005). Thus, the emphasis is no longer on the decrease in fitness of chromosomal hybrids, but on the suppression of recombination between the rearranged chromosomes, resulting in a partial barrier to gene flow between populations. The association with speciation events lies in the tight linkage between the rearrangements and reproductive isolation or locally adaptive genes owing to the suppression of recombination in chromosomal heterozygotes. Thus, rearrangements can contribute to the persistence of reproductive isolation genes in the face of gene flow for a longer time than if they were absent (Noor وآخرون., 2001), and extend the action of linked isolation genes over larger genomic regions than if no rearrangements were present (Rieseberg, 2001 Butlin, 2005). The emergence of the recombination suppression models stimulated a considerable amount of both empirical (for example, Lowry and Willis, 2010 Ayala وآخرون., 2011 MacGaugh and Noor, 2012 Farré وآخرون., 2013) and theoretical (for example, Kirkpatrick and Barton, 2006 Feder and Nosil, 2009 Faria and Navarro, 2010) studies exploring the operational conditions, mechanisms and processes involved. Most, if not all, of these analyses have focused on inversions and reciprocal translocations, whereas the most widespread rearrangement, Robertsonian (Rb) fusion/fission, has received considerably less attention (King, 1993).

The aim of the present study is to assess the effect of heterozygosity for Rb fusions on recombination patterns. These rearrangements consist of the joining of two nonhomologous acrocentric chromosomes by the centromere to form one biarmed chromosome. The house mouse, Mus musculus domesticus, was chosen as the biological model for several reasons. First, extensive chromosomal diversity through fixation of Rb fusions occurs throughout its distribution and all chromosomes, except the sex pair, are involved in Rb fusions in wild populations (Piálek وآخرون.، 2005). Second, underdominance levels of simple Rb heterozygotes, that is, carrying trivalents formed by the pairing of Rb fusions with the two homologous acrocentrics, are well documented in this subspecies. In particular, the data indicate that heterozygosity for a single-Rb fusion has a limited effect on hybrid fitness (Hauffe and Searle, 1998 Sans-Fuentes وآخرون., 2010) in this case, there will be almost no constraint on its fixation probability, but conversely, its contribution to postmating isolation will be extremely reduced unless it is associated with changes in recombination pattern. Finally, several studies have indicated a reduction in crossover rates in wild homozygous Rb vs standard mice in the proximal centromeric regions (Bidau وآخرون., 2001, Castiglia and Capanna, 2002 Dumas and Britton-Davidian, 2002 Merico وآخرون., 2003, 2013). Analyses of recombination rates in wild Rb heterozygotes have also been assessed but involve, in most cases, polymorphic individuals, that is, carrying variable numbers of Rb bivalents and trivalents, making it difficult to disentangle the effect of each meiotic type of configuration (Wallace وآخرون., 1992 Bidau وآخرون., 2001 Castiglia and Capanna, 2002 Capilla وآخرون., 2014). In contrast, extensive analyses of recombination patterns in single-Rb heterozygotes have been performed by genetic assays in crosses between different laboratory strains (Davisson and Akeson, 1993). Recombination suppression was recorded in almost all of the Rb fusions tested, but the extent of the suppression varied between chromosomes and crosses, suggesting an influence of the genetic background on this trait. The present analysis is performed on male and female laboratory-bred F1 hybrids (2ن=31) between two chromosomal races of the house mouse (2ن=40 and 2ن=22) from Tunisia, as well as wild-caught mice spanning the hybrid zone between two North Italian races (2ن=40 and 2ن=22). In both cases, structural genomic differences exist between races, as all chromosomes except two pairs (a small acrocentric pair and the sex chromosomes) are involved in Rb fusions. The Tunisian F1 hybrids exhibit a homogeneous meiotic architecture in which all Rb chromosomes are present as trivalents, whereas the number of Rb fusions (heterozygous and homozygous) was variable in the Italian mice. Although recent cytogenetic estimates of recombination rely on the analysis of MLH1 foci (mismatch repair protein) on synaptonemal complexes (Anderson وآخرون., 1999), recombination was assessed in the present study by meiotic chiasma analyses permitting direct comparisons with previously published data (Dumas and Britton-Davidian, 2002). The effects of Rb heterozygosity on recombination patterns were identified by comparing the chiasma-based assessment of the Tunisian F1 mice with those previously recorded for the Tunisian parental standard and Rb races from which they originated (Dumas and Britton-Davidian, 2002). An estimate of variation in recombination rates was approached by comparison with the data from the Italian samples. From this, we infer the extent and genomic distribution of the barrier to gene flow between chromosomal races and discuss the relevance of Rb rearrangements to reproductive isolation and divergence processes.


Genome and Gene Structure∗

4.2.4 Meiotic Recombination

Meiotic recombination [1] refers to the reciprocal physical exchange of chromosomal DNA between the parental chromosomes and occurs at meiosis during spermatogenesis and oogenesis, serving to ensure proper chromosome segregation. During the four-strand stage of meiosis, two duplex DNA molecules (one from each parent) form a hybrid, and a single strand of one duplex is paired with its complement from the other duplex. Single-stranded DNA is exchanged between the homologous chromosomes, and the process involves DNA strand breakage and resealing, resulting in the precise recombination and exchange of DNA sequences between the two homologous chromosomes. This process is highly efficient and does not usually result in mutations at the sites of recombination. Recombination thus shuffles genetic material between homologous chromosomes, generating much of the genetic diversity that characterizes differences between individuals, even within the same family.

The frequency of recombination between two loci along a chromosome is proportional to the physical distance between them, and historically, this provided the basis for defining the genetic distance between loci, allowing genetic maps to be constructed. The genetic proximity of two loci is measured by the percentage of recombination between them a map distance of 1 centimorgan (cM) indicates 1% recombination frequency between the two loci. The human genome sequence has made it possible to compare genetic and physical distances and to analyze variations in recombination frequency in different chromosomal regions. On average, 1 million bp (1 Mb) correspond to 1 cM (1% recombination frequency). However, there is a tremendous local variation between individual chromosomes and among particular chromosomal regions. For example, the average recombination rate is higher in the short arms of chromosomes and at the distal segments of the arms but overall is suppressed near the centromeres. There is also a significant variation in the recombination rates between the sexes, with 1.6-fold more recombination on average in females relative to males. On average, female recombination is higher at the centromeres and male recombination is higher at the telomeres [2] .


تباين الجسم المضاد

في الخلايا B ، تحتوي المنطقة المتغيرة لجين السلسلة الخفيفة على 40 متغيرًا (V) وخمسة أجزاء متصلة (J). يقوم إنزيم يسمى إعادة تركيب الحمض النووي باستئصال معظم هذه الأجزاء بشكل عشوائي من الجين ، مما يؤدي إلى ربط جزء V واحد إلى جزء J واحد. أثناء معالجة الحمض النووي الريبي ، يتم تقسيم جميع أجزاء V و J باستثناء جزء واحد. قد ينتج عن إعادة التركيب والربط أكثر من 10 6 مجموعات محتملة من VJ. ونتيجة لذلك ، فإن كل خلية B متباينة في جسم الإنسان لها سلسلة متغيرة فريدة من نوعها. المجال الثابت ، الذي لا يرتبط بجسم مضاد ، هو نفسه لجميع الأجسام المضادة. يُترجم التنوع الكبير في بنية الجسم المضاد إلى تنوع كبير في المستضدات التي يمكن للأجسام المضادة الارتباط بها والتعرف عليها.

على غرار TCRs (مستقبلات الخلايا التائية) و BCRs (مستقبلات الخلايا البائية) ، يتم إنتاج تنوع الأجسام المضادة عن طريق الطفرة وإعادة التركيب لما يقرب من 300 قطعة جينية مختلفة ترميز المجالات المتغيرة الخفيفة والثقيلة في الخلايا السليفة التي من المقرر أن تصبح الخلايا البائية. تتفاعل المجالات المتغيرة من السلاسل الثقيلة والخفيفة لتشكيل موقع الارتباط الذي يمكن من خلاله لجسم مضاد أن يربط حاتمة معينة على مولد ضد. عدد المجالات الثابتة المتكررة في فئات Ig (التي تمت مناقشتها أدناه) هي نفسها لجميع الأجسام المضادة المقابلة لفئة معينة. تتشابه الأجسام المضادة من الناحية الهيكلية مع المكون خارج الخلية في BCRs. يحدث نضوج الخلايا البائية إلى خلايا بلازما عندما تكتسب الخلايا القدرة على إفراز جزء الجسم المضاد من BCR بكميات كبيرة.


$ left ( begin (1-2 نص

) ( alpha ( gamma - sigma (1- text) ( gamma + (- gamma alpha - alpha +1) kappa +1)) - 2 text سيجما + سيجما) & أمبير سيغما نص

(1- نص

) يسار (- kappa ( gamma +1) alpha ^ <2> + ( gamma + kappa +1) alpha -2 right) sigma text (1- نص) (- (1- alpha) kappa alpha - alpha +2) & amp sigma (1-2 text) (نص

(- kappa (1- alpha) alpha - alpha +2) + alpha kappa -1) end حق)، . $

عند النقطة الثابتة الداخلية ((h ^ <*> _ <1> ، p ^ <*> _ <1>) ) ، يتم إعطاء المصفوفة بواسطة (J (h ^ <*> _ <1> ، ف ^ <*> _ <1>) = )


شاهد الفيديو: مقدمة في المعادلات التفاضلية. 3 - 6. طريقة تغيير البارميترات - 2 (أغسطس 2022).