معلومة

هل يؤثر الرقم الهيدروجيني على ثابت ميكايليس؟

هل يؤثر الرقم الهيدروجيني على ثابت ميكايليس؟



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

لقد كنت أحاول تأكيد كيلومتر من الركيزة (وهو 34 +/- 4 ملم). تم الحصول على هذه القيمة في 50 ملي مابس ، الرقم الهيدروجيني 6.3. لقد أجريت اختبار الخواص الحركية الخاص بي في مخزن مؤقت من الرقم الهيدروجيني 7 وحصلت على قيمة كيلومتر في 21.5. وفقًا لهذه الورقة ، الشكل 2C ، يبلغ النشاط النوعي الطبيعي للإنزيم حوالي 70٪ عند الرقم الهيدروجيني 6.3 وحوالي 47٪ عند الرقم الهيدروجيني 7. إذا قسمت 34 ملي مولار عند الرقم الهيدروجيني 6.3 في 0.7 (والذي ينبغي أن يعطيني أفضل كيلومتر عند الرقم الهيدروجيني) الرقم الهيدروجيني الأمثل 5.5) ثم اضرب في 0.48 ، ثم أحصل على 23 ملم. ومع ذلك ، تقول الورقة إن Km بين 30 و 38 ملم ، لذلك إذا قسمت 30 و 38 بشكل منفصل على 0.7 وضربت في 0.47 ، فسأحصل على 20 و 25.6 ملم على التوالي. نظرًا لأن قيمتي تقع ضمن هذا النطاق ، يجب أن يعني هذا أن لدي الإنزيم الصحيح ونفس نتيجة الورقة.

لذا فإن أسئلتي هي:

  1. عندما تقول الورقة إن Km هي "34 +/- 4 ملم" ، هل يمكنني أن أفترض أن هذا يعني أن الكيلومتر يمكن أن يكون في أي مكان بين 30 - 38 ملم؟ أنا مندهش من رؤية مدى اتساع النطاق. افترضت أن Km عادة ما تكون قيمة واحدة فقط بانحراف 0.1 على الأكثر.

  2. هل تغير قيمة الرقم الهيدروجيني كم؟ أفهم أن الأس الهيدروجيني يغير شكل (أشكال) الإنزيم و / أو الركيزة. لذلك يجب أن يؤثر ذلك على مدى رغبته في الارتباط بالركيزة. إذا انخفضت رغبة الإنزيم في الارتباط بالركيزة بسبب زيادة الرقم الهيدروجيني ، على سبيل المثال ، فهذا يعني أن هناك حاجة إلى مزيد من الركائز لإحاطة الإنزيم ، وبالتالي زيادة Km.

  3. إذا كان الرقم الهيدروجيني يغير Km ، فهل هذه هي الطريقة التي أحدد بها قيمة Km لقيمة pH مختلفة إذا كانت قيمة Km عند درجة حموضة أخرى معروفة بالفعل؟ أعلم أن نشاطًا محددًا وثابت ميكايليس مختلفان ، لكن مقدار المنتج الذي يمكن تحويله في الدقيقة يعتمد على مدى رغبة الإنزيم في الارتباط بالركيزة ، والتي يمثلها ثابت ميكايليس. هل وصل تفكيري وحسابي إلى الاستنتاج الصحيح؟ إذا لم يكن كذلك ، فكيف يتم الحساب؟


من اشتقاق حركية Michaelis-Menten ، يمكنك أن ترى ما يلي:

$$ K_m = frac {k_f + k_ {cat}} {k_r} $$

حيث يكون $ k_f $ و $ k_r $ ثوابت معدل ملزمة وفك ارتباط (لربط الركيزة الإنزيمية) ، على التوالي ، و $ k_ {cat} $ هو رقم الدوران. هذا لتقريب الحالة شبه المستقرة (QSSA). لتقريب التوازن:

$$ K_m = frac {k_f} {k_r} $$ وهو نفس ثابت الاقتران.

في كلتا الحالتين يمكن أن يؤثر الرقم الهيدروجيني على معدل الارتباط والفك من خلال التأثير على التقارب بين الإنزيم والركيزة. على سبيل المثال ، لنفترض أن موقع ربط الركيزة مشحون سلبًا. قد يؤدي انخفاض الرقم الهيدروجيني إلى زيادة الإمكانات الكهروستاتيكية لموقع ربط الركيزة باتجاه الصفر من خلال التأثير على تأين المجموعات الوظيفية.

يمكن أن يكون للأس الهيدروجيني أيضًا تأثيرات غير مباشرة على موقع ربط الركيزة لأنه يمكن أن يعدل الهيكل العام للبروتين.

تتضمن العديد من التفاعلات المحفزة بالإنزيم تحفيزًا حمضيًا قاعديًا ، أي أن هناك نقلًا للبروتون. في مثل هذه التفاعلات ، يمكن أن يؤثر الرقم الهيدروجيني على $ k_ {cat} $.

إذا كان الرقم الهيدروجيني يغير Km ، فهل هذه هي الطريقة التي أحدد بها قيمة Km لقيمة pH مختلفة إذا كانت قيمة Km عند درجة حموضة أخرى معروفة بالفعل؟

يمكنك القيام بذلك عن طريق عمل مخطط Lineweaver-Burk لدرجة الحموضة المتغيرة.


3.7: تأثير الأس الهيدروجيني على حركية الإنزيم

بنفس الطريقة التي يتمتع بها كل إنزيم بدرجة حرارة مثالية ، فإن كل إنزيم له أيضًا درجة حموضة مثالية يعمل عنده بشكل أفضل. على سبيل المثال ، يعتبر كل من التربسين والبيبسين من الإنزيمات في الجهاز الهضمي التي تكسر سلاسل البروتين في الطعام إلى أجزاء أصغر - إما إلى سلاسل ببتيد أصغر أو إلى أحماض أمينية فردية. يعمل البيبسين في الظروف الحمضية الشديدة للمعدة. لديها درجة حموضة مثالية تبلغ حوالي 1.5. من ناحية أخرى ، يعمل التربسين في الأمعاء الدقيقة ، والتي تحتوي أجزاء منها على درجة حموضة تبلغ حوالي 7.5. تبلغ درجة الحموضة المثلى في التربسين حوالي 8.

الجدول ( PageIndex <1> ): الرقم الهيدروجيني للنشاط الأمثل
إنزيم درجة الحموضة المثلى إنزيم درجة الحموضة المثلى
الليباز (البنكرياس) 8.0 إنفرتيز 4.5
الليباز (المعدة) 4.0 - 5.0 مالتاس 6.1 - 6.8
الليباز (زيت الخروع) 4.7 الأميليز (البنكرياس) 6.7 - 7.0
بيبسين 1.5 - 1.6 الأميليز (الشعير) 4.6 - 5.2
التربسين 7.8 - 8.7 كاتالاز 7.0
يوريس 7.0

إذا كنت تفكر في بنية جزيء الإنزيم ، وأنواع الروابط التي قد تتشكل مع ركائزه ، فليس من المستغرب أن يكون الرقم الهيدروجيني مهمًا. لنفترض أن الإنزيم يحتوي على درجة حموضة مثالية حوالي 7. تخيل أنه عند درجة حموضة تبلغ حوالي 7 ، تلتصق الركيزة نفسها بالإنزيم عبر رابطتين أيونيتين. في الرسم البياني أدناه ، تحدث المجموعات التي تسمح بالترابط الأيوني عن طريق نقل أيون الهيدروجين من مجموعة -COOH في السلسلة الجانبية لبقايا حمض أميني واحد إلى -NH2 المجموعة في السلسلة الجانبية للآخر.

في هذا المثال المبسط ، هذا صحيح أيضًا في كل من الركيزة والإنزيم.

فكر الآن فيما يحدث عند درجة حموضة أقل - بعبارة أخرى في ظل الظروف الحمضية. لن يؤثر على -NH3 + المجموعة ، لكن COO - ستلتقط أيون الهيدروجين. ما سيكون لديك سيكون هذا:

لم يعد لديك القدرة على تكوين روابط أيونية بين الركيزة والإنزيم. إذا كانت هذه الروابط ضرورية لربط الركيزة وتنشيطها بطريقة ما ، فعند هذا الرقم الهيدروجيني المنخفض ، لن يعمل الإنزيم. ماذا لو كان لديك درجة حموضة أعلى من 7 - بعبارة أخرى تحت الظروف القلوية. هذه المرة ، لن تتأثر المجموعة -COO- ، ولكن -NH3 + ستفقد المجموعة أيون الهيدروجين. أن يترك . . .

مرة أخرى ، لا توجد إمكانية لتكوين روابط أيونية ، وبالتالي من المحتمل ألا يعمل الإنزيم هذه المرة أيضًا. في درجات الحموضة القصوى ، يمكن أن يحدث شيء أكثر خطورة. تذكر أن البنية الثلاثية للبروتين مرتبطة جزئيًا ببعضها البعض بواسطة روابط أيونية تمامًا مثل تلك التي نظرنا إليها بين الإنزيم وركائزه. عند درجات الحموضة العالية جدًا أو المنخفضة جدًا ، يمكن أن تتعطل هذه الروابط داخل الإنزيم ، ويمكن أن تفقد شكلها. إذا فقد شكله ، فمن المحتمل أن يتم فقد الموقع النشط تمامًا. هذا هو في الأساس نفس تغيير طبيعة البروتين عن طريق تسخينه أكثر من اللازم.


ثابت ميكايليس

منذ تركيز الركيزة في الخامسلا يمكن قياس max بالضبط ، يجب أن تتميز الإنزيمات بتركيز الركيزة التي يكون فيها معدل التفاعل نصف الحد الأقصى. يسمى تركيز الركيزة هذا بثابت ميكايليس-مينتين (كم) الملقب ميكايليس ثابت. يمثل هذا (بالنسبة لتفاعلات الإنزيم التي تظهر حركيات ميكايليس-مينتن البسيطة) ثابت التفكك (تقارب الركيزة) لمركب الركيزة الإنزيمية (ES). تشير القيم المنخفضة إلى أن المركب ES متماسك بإحكام شديد ونادرًا ما ينفصل دون أن تتفاعل الركيزة أولاً لتشكيل المنتج.


أساليب

الإعداد التجريبي في الثقافة المستمرة

على عكس العديد من المجموعات الأخرى التي تتعامل مع الثقافات المتقطعة C. acetobutylicum، استخدمنا الثقافات المستمرة لدراسة تأثير الأس الهيدروجيني على إنتاج المذيبات ، ولا سيما على إنتاج البيوتانول. تتميز عملية التخمير التي يمكن تشغيلها بشكل مستمر بالعديد من المزايا مقارنة بعملية الدُفعات في التصنيع الصناعي والتكنولوجي الحيوي: هناك حاجة إلى سلسلة واحدة فقط من المزارع الأولية لفترة إنتاج طويلة ، "الموسم الميت" الضروري لملء وتعقيم وتبريد وتنقية تتضاءل المعدات إلى حد كبير ويمكن تقليل حجم وعاء التخمير دون فقدان القدرة الإنتاجية [17]. يمكن الحفاظ على إنتاج المذيبات المستقر لفترة أطول بكثير في وسط اصطناعي تحت حدود الفوسفات في مزرعة كيميائية مقارنة بعملية الدُفعات التقليدية [21].

يعتمد نموذجنا على تجارب التحول الديناميكي للثقافة المستمرة. أجريت التجارب وفقًا لإعداد تجريبي معياري [16 ، 18] وباستخدام إجراءات التشغيل القياسية لاستخراج ومعالجة أنواع مختلفة من العينات. سلالة C. acetobutylicum نمت ATCC824 في ظل ظروف لاهوائية عند 37 درجة مئوية وتم تحضير البكرات كما هو موضح سابقًا [18]. تم إجراء تجارب ناظم كيميائي محدود الفوسفات في نظام تخمير BiostatB 1.5 لتر (BBI ، Melsungen ، ألمانيا) مع 0.5 ملي KH2ص4 و 4٪ (وزن / حجم) جلوكوز في وسط التزويد [22] ومعدل تخفيف يبلغ د = 0.075 ح -1. تم تعديل الأس الهيدروجيني الخارجي في وسط الاستزراع إلى درجة الحموضة 5.7 ودرجة الحموضة 4.5 عن طريق الإضافة التلقائية بمقدار 2 M KOH. تم تحليل نواتج التخمير على النحو الموصوف سابقاً [18]. تم إجراء ثلاث تجارب فردية لتحويل الثقافة من درجة الحموضة 5.7 إلى الرقم الهيدروجيني 4.5 (والتي نسميها تجارب "التحول إلى الأمام") وتجربة واحدة من درجة الحموضة 4.5 إلى الرقم الهيدروجيني 5.7 (تجربة "التحول العكسي"). تم أخذ البيانات على طول فترة المراقبة الكاملة. يتم تقديم البيانات البيولوجية في ملف إضافي 1: الجداول S1 - S4.

النمذجة المعتمدة على الأس الهيدروجيني للتخمير AB

كما ذكرنا من قبل ، فإن عملية التمثيل الغذائي لتخمير AB في C. acetobutylicum يعرض مرحلتين استقلابيتين مميزتين ، التولد الحمضي وتكوين المذيبات. تم نشر تمثيل مفصل للمسارات الأيضية المقابلة بواسطة جونز آند وودز [10]. حتى الوقت الحاضر ، تم نشر عدد قليل فقط من النماذج الأيضية التي تصف هذه العملية التخميرية. طور Papoutsakis [23] نموذجًا متكافئًا يمكن استخدامه لتقدير معدلات التفاعلات التي تحدث داخل مسارات التخمير AB للعديد من البكتيريا المطثية (المنتجة لـ AB) في المزرعة الدفعية. الأهم من ذلك ، أن هذه النتائج غير قابلة للتحويل إلى الزراعة المستمرة مثل ثقافات ناظم كيميائي المستخدمة في هذه الدراسة حيث تنمو الخلايا بشكل أسي طوال الوقت. فوتروبا وآخرون. [24] صاغ نموذجًا لعملية التخمير لمزارع الدُفعات دون تضمين المستقلبات الوسيطة ، وحصر المتغيرات على الكتلة الحيوية والجلوكوز والمنتجات النهائية وهذا النموذج يلتقط المرحلتين جيدًا. تم تطبيق تحليل التدفق الأيضي منذ ذلك الحين على المسار [25-27]. لا تسعى النماذج الحركية الحالية التي تصف ديناميكيات تخمير ABE إلى التقاط تأثير الأس الهيدروجيني على شبكة التمثيل الغذائي: في Shinto وآخرون. [28] (الذي يعتبر في الواقع المطثية السكرية) يُفترض أن المفتاح يعتمد على الجلوكوز وأن مستويات الإنزيم تؤخذ على أنها ثابتة ، بينما في Li وآخرون. [29] تم دمج نشاط الإنزيم ، ولكن يتم إدخال التنظيم مباشرة إلى النموذج من البيانات التجريبية (بدلاً من السماح له بالتنوع بحرية داخل النموذج أو التأثر بمكونات النموذج الأخرى). لذلك ، على حد علمنا ، فإن النموذج المقدم هنا هو الأول الذي يأخذ في الاعتبار تأثير الأس الهيدروجيني على شبكة التمثيل الغذائي.

الشبكة الأيضية المخفضة

نقدم هنا نموذجًا لتخمير AB في C. acetobutylicum في الثقافة المستمرة. نظرًا لوجود نقص في المعلومات المنشورة حول المعلمات الحركية التي تحكم هذه التفاعلات في ظل الظروف المستخدمة في عملنا التجريبي في الأدبيات ، فإننا نجمع عددًا من تفاعلات الشبكة الأيضية التي نشرها جونز وودز [10]. هذا يمكننا من تقليل عدد المعلمات التي يجب تقديرها من العمل التجريبي من خلال تركيز النموذج على تلك التفاعلات التي من المرجح أن يتم تنظيمها بواسطة الرقم الهيدروجيني للبيئة. وهكذا ، كما هو مبين في الشكل 1 ، تم دمج خمس خطوات حال للسكري في تفاعل واحد (ص1) ، اعتمادًا على افتراض أن هناك تدفقًا ثابتًا من الجلوكوز إلى أسيتيل CoA. بالإضافة إلى ذلك ، نقوم بتقليل عدد الخطوات في خمسة تفاعلات أخرى: تحويلات أسيتيل CoA إلى جزيئين من الأسيتات (ص2) ، من butyryl-CoA إلى اثنين من البيوتانول (ص10) ، من butyryl-CoA إلى قسمين من الزبدات (ص8) ، والأسيتيل CoA إلى قسمين من الإيثانول (ص5) ، نقوم بتقليص خطوتين إلى واحدة. أخيرًا ، نمثل الخطوات الثلاث في تحويل acetoacetyl-CoA إلى butyryl-CoA بواحد (ص9). يتم سرد جميع التفاعلات الوسيطة في الجدول 1.

عندما لا يتم تضمين تنظيم الجينات بشكل صريح في تمثيل التفاعل ، فإننا نستخدم تعبيرات Michaelis-Menten. في القسم التالي نشرح نهجنا عندما يتم تضمين تنظيم الجينات بشكل صريح.

دمج تنظيم الجينات

يتم تنظيم التفاعلات المطلوبة لتكوين المذيبات بإحكام على المستوى الجيني: يمكن تشغيل أو إيقاف إنتاج الإنزيمات المطلوبة لتحفيز هذه التفاعلات (أو بشكل عام ، زيادتها أو تقليلها) على مستوى النسخ عن طريق البروتينات المنظمة الملزمة في الحمض النووي المناسب المواقع. يتم تعديل مستويات البروتينات التنظيمية المحددة استجابة للإشارات الداخلية والخارجية (على سبيل المثال الأس الهيدروجيني) التي تنتقل عبر الخلية. لذلك من المتوقع أن التحول من التولد الحمضي إلى التولد المذيب (أو ، في الواقع ، العكس بالعكس) ، يمكن تفسيره ، على الأقل جزئيًا ، من خلال تنظيم الأس الهيدروجيني للجينات المرتبطة بالإنزيم.

يتم ترميز الإنزيمات الرئيسية المشاركة في تكوين المذيبات بواسطة الجينات شركة تطوير العقبة, adhE, bdhA / ب, ctfA / ب و thlA - انظر الجدول 1. نلاحظ أن هناك اثنين adhE الجينات في C. acetobutylicum يُشار أحيانًا إلى الشخص الذي ندمجه في نموذجنا باسم adhE1. للأسباب الموضحة أدناه ، نقوم بتضمين تأثير ثلاثة فقط من هذه الجينات في نموذجنا الديناميكي ، وهي شركة تطوير العقبة, adhE و ctfA / ب.

التعبير عن ctfA / ب ينتج الجين في acetoacetyl-CoA: acetate / butyrate: CoA-transferase [8] (أو ببساطة CoA-transferase) ، وهو الإنزيم المسؤول عن تحويل acetoacetyl-CoA والأسيتات أو الزبدات التي تم إفرازها مسبقًا إلى acetoacetate و acetyl-CoA أو butyryl-CoA ، على التوالي. ال adhE الجين هو جزء من نفس مشغل ctfA / ب، و هي سول أوبرون [30]. يحفز نازعة الهيدروجين AdhE تحويل butyryl-CoA و acetyl-CoA إلى بيوتانول وإيثانول على التوالي [31 ، 32].

ال شركة تطوير العقبة الجين يشفر acetoacetate decarboxylase (Adc) ، وهو الإنزيم المسؤول عن نزع الكربوكسيل من acetoacetate إلى acetone و CO2[14 ، 15]. هناك نوعان معروفان دينار بحريني الجينات: دينار بحريني و دينار بحريني منتجات كلا الجينين هي بيوتانول ديهيدروجينازات [33] والتي (بالإضافة إلى AdhE) تحول butyryl-CoA إلى بيوتانول. نظرًا لأن أدوارهم تشبه دور AdhE ، يمكن استيعاب آثارها في اختيار المعلمة لـ AdhE. وبالتالي ، أهملناها من نموذجنا الديناميكي. المنتج الجيني لـ thlA هو ثيولاز الذي يحفز تحويل أسيتيل CoA إلى أسيتو أسيتيل CoA وبالتالي فهو ضروري لتكوين الحمض وتكوين المذيبات [34]. من المتوقع أن يكون التعبير عن thlA الجين التأسيسي [35] والتجارب الحديثة تشير إلى أن الاختلاف في مستويات النسخ thlA بين التولد الحمضي وتكوين المذيبات أقل وضوحًا من ذلك ctfA / ب, شركة تطوير العقبة، و adhE[36]. لذلك ، تم إهمال ThlA أيضًا من نموذجنا الديناميكي لأننا نفترض أن مستويات ThlA تظل ثابتة نسبيًا طوال التجارب كما هو موجود في [16]. ال شركة تطوير العقبة, adhE و ctfA / ب يتم تنظيم الجينات وفقًا لمرحلة التمثيل الغذائي ، مع زيادة نسخها في مرحلة تكوين المذيبات [36]. وبالتالي ، من المحتمل أن يتم تحفيزها عبر إشارة متعلقة بالرقم الهيدروجيني ، وبالتالي نقوم بدمج كل من هذه الجينات في النموذج. نفترض أنه تم نسخ كل منها بمعدلين مختلفين: القاعدية (ص ه بالنسبة إلى الإنزيم E ، راجع السهم المتقطع المتجه لأسفل في (1) أدناه) عندما يكون الرقم الهيدروجيني مرتفعًا بدرجة كافية (في الواقع ، توجد مستويات منخفضة من هذه النسخ قبل بداية تكوين المذيبات ، انظر على سبيل المثال [37 ، 38]) وبمعدل أعلى (، انظر السهم المتقطع لأعلى في (1)) عندما يكون الرقم الهيدروجيني للبيئة منخفضًا.

نحن نفترض أن جميع ردود الفعل الأنزيمية تحكمها

أين س هي الركيزة ، ه الانزيم ج المجمع الذي شكله س و ه، و ص المنتج الناتج. كما في اشتقاق ديناميكيات Michaelis-Menten ، نفترض أن تركيز ج في حالة شبه مستقرة [13 ، 39] لكننا على النقيض من ذلك لا نأخذها ه أن تكون ثابتة لأن إنتاجها ينظمه الرقم الهيدروجيني [13]. وبالتالي ، حيث نرغب في تضمين تركيز الإنزيم بشكل صريح ، فإننا نستخدم النظرية الحركية التقليدية للحصول على المعادلات التالية [40]:

أين α = ك1·ك2/(ك-1 + ك2) ، على الرغم من أن المعادلات التي تتضمن CtfA / B تتطلب ناتج ثلاثة متغيرات في المعادلتين (2 أ) و (2 ب) نظرًا لأن التفاعلات التي تحفزها تشتمل على ركيزتين. يتم تحديد إنتاج الإنزيم من خلال معدل التعبير عن الجين المقابل حيث لم يتم توضيح الآليات التي يتم من خلالها التسبب في تكوين المذيبات بشكل كامل ، فنحن نقوم بتضمين مفتاح عام يعتمد على الأس الهيدروجيني F(ص) مما يؤدي إلى زيادة إنتاج الإنزيم إلى ما دون عتبة الأس الهيدروجيني. يأخذ المفتاح شكل وظيفة الخطوة المصقولة ،

أين ص* يمثل مستوى عتبة الأس الهيدروجيني الذي يحدث حوله التبديل و ن تملي انحدار وظيفة التبديل السلس.

نظرًا لأنه تم ضبط الأس الهيدروجيني والتحكم فيه خارجيًا في تجارب التحول الديناميكي ، فإننا لا نقدم معادلة تفاضلية لهذا المتغير. لكل تجربة يتم قياس درجة الحموضة في نقاط زمنية منتظمة. نلائم دالة (باستخدام "nlinfit" في Matlab [41]) من النموذج

إلى بيانات الأس الهيدروجيني ، حيث ج1,ج2 و ج3 هي ثوابت ، للحصول على وظيفة مميزة تمثل الرقم الهيدروجيني لكل محاكاة ، يتم بعد ذلك إدخال هذه الوظيفة في النموذج عبر وظيفة التبديل F(ص).

الجمع بين شبكة التمثيل الغذائي المعتمدة على الأس الهيدروجيني وتنظيم الجينات

عندما يتم تضمين تركيزات الإنزيم بشكل صريح ، تأخذ التفاعلات الشكل الموضح في القسم أعلاه وإلا تم اعتماد حركية Michaelis-Menten. وبالتالي ، يتم تمثيل التفاعلات المعروضة في الشكل 1 والجدول 1 من خلال:

حيث يتم إعطاء معدل الحد من التفاعل i بواسطة وثابت التفكك المقابل. نقوم بتضمين ثابت القياس المتكافئ لاثنين في ص1 نظرًا لأن جزيئين من الأسيتيل CoA يتكونان من أحد الجلوكوز. وبالمثل ، فإن الثابت 0.5 بوصة ص4 يمثل تكوين أسيتو أسيتيل CoA واحد من اثنين من أسيتيل CoA. يتم إعطاء نموذج التمثيل الغذائي الناتج من خلال:

حيث أضفنا إلى كل معادلة مصطلح التدفق الخارجي وهو نتاج معدل التخفيف مع تركيز المستقلب المقابل لأن لدينا تدفقًا ثابتًا من خارج الخلية وداخل الخلايا (نتيجة التدفق الخارجي للخلايا) المنتجات من خلال ناظم كيميائي.

بالإضافة إلى ذلك ، نطلب المعادلات التالية لتمثيل تركيزات الإنزيم:

نلائم النموذج مع البيانات التجريبية كما هو موضح في القسم التالي.

تطبيع البيانات وتقدير المعلمات ومحاكاة النموذج

يتم تقدير جميع المعلمات من ثلاث تجارب "إلى الأمام" باستخدام SBToolbox في Matlab [42]. كما ذكرنا من قبل ، يتم استخدام بيانات GC من تجارب التحول الديناميكي ، لقياس الوقت حتى يصل الوسط إلى مستوى pH معين. اختلفت الفترة الزمنية للمفتاح بالكامل بين التجارب ، حيث تراوحت من 22 (تجربة "للأمام" 1 ، انظر الشكل 2 (أ)) إلى 33.5 ساعة (التجربة "للأمام" 2 ، انظر الشكل 2 (ب)) انظر الملف التكميلي 1 من أجل البيانات الخام. وبالتالي ، من أجل الحصول على متوسط ​​البيانات المراد استخدامها لتقدير المعلمات ، كان لابد من تطبيع البيانات عبر فاصل التحول الديناميكي لإجراء مقارنات ذات مغزى بين النقاط الزمنية (أي يجب أن تتوافق النقاط الزمنية لكل مجموعة بيانات مع المراحل المكافئة ، وهي التولد الحمضي أو التحول الديناميكي أو التوليد المذيبات). لتحقيق ذلك ، تم تطبيع مجموعتي البيانات 1 و 3 على مجموعة البيانات 2 ، أي تم قياس النقاط الزمنية التي تحدث أثناء التحول الديناميكي بحيث تستمر مرحلة التحول الديناميكي 33.5 ساعة في جميع مجموعات البيانات المقيسة ، تم ترجمة النقاط الزمنية لمرحلة تكوين المذيبات بحيث تحدث بداية تكوين المذيبات بعد 33.5 ساعة من بدء مرحلة التحول الديناميكي لجميع مجموعات البيانات المقيسة. تم استيفاء كل مجموعة بيانات في نقاط زمنية متطابقة ، مما يتيح حساب متوسط ​​المجموعات الثلاث المقاسة لتقدير المعلمات ، والتي يتم عرض نتائجها في الجدول 2. في جميع المقارنات بين البيانات والحلول الرقمية ، البيانات الأصلية وغير المقاسة تستخدم المجموعات.

مقارنة نموذجنا (الخطوط الصلبة) ببيانات تجارب ناقل الحركة الكيميائي الديناميكي (النقاط). يوضح الشكل 2 (أ) نتائج تجربة التحول الديناميكي "إلى الأمام". يظهر تكراري تجربة التحول الديناميكي "للأمام" في الشكل 2 (ب) والشكل 2 (ج). تنتج الخلايا بشكل أساسي الأسيتات والزبدات عند نموها عند درجة حموضة تبلغ 5.7. خلال المرحلة الانتقالية C. acetobutylicum يحول عملية التمثيل الغذائي (كدالة للرقم الهيدروجيني الخارجي) نحو توليد مذيبات الأسيتون والبيوتانول عند درجة حموضة 4.5. ينتج الإيثانول أثناء عملية تكوين الحمض وتكوين المذيبات عند نفس المستويات تقريبًا. في الشكل 2 (د) نوضح مقارنة النموذج والبيانات الخاصة بتجربة التحول الديناميكي "العكسي".

تحليل الحالة المستقرة لشبكة التمثيل الغذائي

لأغراض تطوير استراتيجيات الهندسة الوراثية لتعزيز إنتاج البيوتانول ، نرغب في فحص التغييرات في الحالات المستقرة لشبكة التمثيل الغذائي استجابةً للتغيرات في معدلات النسخ للجينات المرتبطة بالمذيبات. بعد أن أهملت thlA, دينار بحريني و دينار بحريني من نموذج دراسة الديناميكيات المعتمدة على الوقت من أجل تقليل عدد المعلمات المراد تقديرها لنموذج النوع البري ، نقدمها إلى دراسات الحالة المستقرة لأنه من الممكن أن يكون للتعبير المفرط أو نقص التعبير عن هذه الجينات تأثير على محصول منتج التخمير. وبالتالي ، من أجل تغيير التعبير الصريح عن هذه الجينات ، نحتاج إلى اشتقاق تمثيلات بديلة للتفاعلات التي تشارك فيها منتجاتها الجينية ، أي أننا نحتاج إلى معلمات لتمثيل الإنتاج من كل من هذه الجينات. في حالة الثبات ، يتم إعطاء تركيزات ThlA و BhdA / B بواسطة ص تي / λ و ص ب/ λ أين ص تي و ص ب هي معدلات الإنتاج المذكورة أعلاه ، ويمثل الأخير المستويات المجمعة من BdhA و BdhB (كلاهما يلعبان أدوارًا متكافئة وبالتالي يكفي النظر إليهما معًا). ثم المعدلات ص4 و ص9 أصبح

ومع ذلك ، نلاحظ أن المعادلة (7 أ) مطلوبة فقط عندما يكون معدل إنتاج ThlA متنوعًا (أي في الشكل 3 (و)) في جميع عمليات المحاكاة الأخرى ص4 من خلال تعبير Michaelis-Menten في المعادلة (4).

منحنيات الحالة الثابتة للبوتانول (Bn) للإنتاج المتغير لـ (أ) Adc (acetoacetate decarboxylase) ، (ب) و (ج) CtfA / B (CoA-transferase) ، (د) AdhE (الكحول ألدهيد ديهيدروجينيز) ، ( ه) BdhA و / أو BdhB (نازعات الهيدروجين البوتانول) و (و) ThlA (ثيولاز). في (ج) قمنا بتغيير محاور (ب) لكي نتمكن من رؤية تأثير تقليل التنظيم ctfA / ب.

من أجل التبسيط ، نفترض أن معدلات ارتباط butyryl-CoA مع BdhA و BdhB هي نفسها (بمعنى أنه يمكننا اعتبار المستوى المركب لبروتينات Bdh) وأن هذا المعدل هو نفسه بين butyryl-CoA و AdhE. كما أننا لا نقوم بتضمين معدل الارتباط بين acetyl-CoA و ThlA. لا تقلل هذه الافتراضات من عمومية نتائج الحالة المستقرة حيث تظهر فقط نسب الربط والإنتاج للتخفيف ولا يتم فرض مثل هذه القيود على قيم هذه النسب. نظرًا لأننا لسنا مهتمين في هذا القسم بسلوك النظام المعتمد على الوقت (من المفترض أن يتم تخمير البوتانول على نطاق واسع في ثقافة مستمرة مع النظام وبالتالي في حالة مستقرة) ، فإننا نربط معدل إنتاج واحد ، مع كل إنزيم مرتبط بالمذيب ، يختلف هذا المعدل لكل إنزيم وهو مجموع معدل الإنتاج الأساسي (ص ه للإنزيم E) ، الذي يحدث بغض النظر عن الرقم الهيدروجيني ، ومعدل الإنتاج الناجم عن انخفاض الأس الهيدروجيني الأسرع () الذي يحدث أثناء تكوين المذيبات ، أي. في الجدول 3 ، نعرض قيم معدلات إنتاج الإنزيمات المجمعة هذه والتي تتوافق مع تلك المستخدمة في النموذج الديناميكي المرتبط بالنوع البري.


تأثير الأس الهيدروجيني على النشاط والحركية الحرارية وتثبيط بوليفينول أوكسيديز من الخوخ

ركزت هذه الدراسة على تأثير الأس الهيدروجيني على النشاط والحركية الحرارية وتثبيط بوليفينول أوكسيديز (PPO) من لب الخوخ المنوي مع (+) - كاتشين كركيزة. كان الرقم الهيدروجيني الأمثل لنشاط PPO حوالي 6.5-7.0 ، وكانت درجة الحرارة المثلى معتمدة على الرقم الهيدروجيني وكانت 40 درجة مئوية عند الأس الهيدروجيني 6.8 بينما 30 درجة مئوية عند الرقم الهيدروجيني 4.0. كان الإنزيم مستقرًا في نطاق الأس الهيدروجيني 6.0-8.0 أثناء التخزين عند 4 درجات مئوية. ومع ذلك ، فإن معلمات الحركة الحرارية (D ، z ، k ، Eأ) من PPO أن الإنزيم كان أكثر ثباتًا عند الأس الهيدروجيني 6.8 منه عند الأس الهيدروجيني 6.0 و الأس الهيدروجيني 8.0 أثناء المعالجات الحرارية. علاوة على ذلك ، أشارت النتائج أيضًا إلى أن الإنزيم كان أكثر حساسية لتغير درجة الحرارة عند الأس الهيدروجيني 6.8 مقارنة مع الأس الهيدروجيني الآخر. أشارت دراسة التثبيط إلى أن L-cysteine ​​و glutathione كانا فعالين للغاية في تثبيط الإنزيم بينما NaF يثبط بشكل معتدل عند درجة الحموضة 6.8. ومع ذلك ، فإن قدرات التثبيط لتلك المثبطات تعتمد على الرقم الهيدروجيني ، ويمكن أن يزيد الوسط الحمضي بشكل كبير من قدرة تثبيط NaF لب الخوخ PPO.

هذه معاينة لمحتوى الاشتراك ، والوصول عبر مؤسستك.


العوامل التي تؤثر على نشاط الإنزيم

فيما يلي ملخص سريع للعوامل التي تؤثر على نشاط الإنزيمات.

ما هي العوامل التي تؤثر على نشاط الإنزيمات؟

كيف يؤثر تركيز الركيزة على نشاط الإنزيمات؟

نظرًا لأن تركيز الركيزة يزيد من معدل زيادة مركب الركيزة الإنزيمية بسبب وجود المزيد من الركيزة المتاحة للإنزيمات الحرة بالموقع النشط للارتباط بها. أيضًا مع زيادة تركيز الركيزة كلما زاد تواتر اصطدام الركيزة بالموقع النشط للإنزيم. لكن في V.الأعلى تحتل الركيزة كل الموقع النشط للإنزيم ، وبالتالي فإن معدل التفاعل ثابت ، لذا فإن زيادة [S] لا تؤثر على معدل التفاعل. عند ملاحظة تأثيرات تركيز الركيزة على نشاط الإنزيم ، يجب الحفاظ على المتغيرات التالية ثابتة درجة الحموضة ودرجة الحرارة وتركيز الإنزيم. يمكن توضيح تأثير تركيز الركيزة باستخدام مؤامرة بيرك الحياكة الخطية (معادلة) أو الرسم البياني ميكايليس-مينتن (المعادلة).

الشكل 1: يوضح تأثير تركيز الركيزة على نشاط إنزيم.

كيف يؤثر الرقم الهيدروجيني على نشاط الإنزيم؟

عندما يكون الأس الهيدروجيني حمضيًا جدًا أو قاعديًا جدًا بالنسبة إلى الإنزيم ، تبدأ روابطه الهيدروجينية في الانهيار مما يؤدي إلى فقدان الموقع النشط للإنزيم شكله. يعمل كل إنزيم ضمن نطاق الأس الهيدروجيني (الرقم الهيدروجيني الأمثل). على سبيل المثال: يعمل الليباز في المعدة ضمن درجة الحموضة المثلى 4-5.

الشكل 2: يوضح تأثير الأس الهيدروجيني على نشاط إنزيم.

كيف تؤثر درجة الحرارة على نشاط إنزيم؟

مع زيادة درجة الحرارة ، يزداد معدل التفاعل ولكن بعد نقطة درجة الحرارة المثلى ، ينخفض ​​معدل تفاعل الإنزيم المحفز بسبب كسر رابطة الهيدروجين والتفاعل الكارثي للماء في بنية الإنزيم. عندما يحدث هذا فقدان الإنزيم يتشكل ويكون الركيزة غير قادرة على الارتباط بشكل صحيح بالموقع النشط وبالتالي تقليل نشاط الإنزيم. علاوة على ذلك ، مع زيادة درجة الحرارة ، تزداد كمية الطاقة الحركية في النظام وبالتالي زيادة معدل التفاعل منذ زيادة وتيرة الاصطدام بين الركيزة والموقع النشط للإنزيم. أيضًا مع زيادة درجة الحرارة ، تكتسب جزيئات الركيزة مزيدًا من الطاقة للتغلب على حاجز التنشيط وبالتالي تكوين المزيد من التعقيد ES مما يزيد من معدل تفاعل الإنزيم بالتناوب.

الشكل 2: يوضح تأثير درجة الحرارة على نشاط إنزيم.

كيف تؤثر المثبطات على نشاط الإنزيم؟

هناك مثبطات لا رجعة فيها ومثبطات عكسية تؤثر على معدل تفاعل الإنزيم. ترتبط المثبطات العكوسة بالإنزيم عن طريق الرابطة غير التساهمية ، وبالتالي فإن تخفيف مركب مثبط الإنزيم يطلق المانع ويمكن أن يستمر الإنزيم في نشاطه. هناك أربعة أنواع من المثبطات القابلة للعكس: تنافسية وغير تنافسية ومختلطة وغير تنافسية.

1. تتنافس المثبطات التنافسية مع الركيزة للموقع النشط ، وبالتالي فإن شكل المثبط يشبه شكل الركيزة. عندما يرتبط المثبط بالموقع النشط ، فإنه يقلل من معدل تفاعل الإنزيم نظرًا لأن الركائز غير قادرة على الارتباط بالموقع النشط لأن المثبط يشغل حاليًا الموقع النشط. يزيد المانع التنافسي Km وبالتالي هناك حاجة إلى مزيد من الركيزة لتحقيق ½ Vmax. ومع ذلك ، لا يتأثر Vmax بالمثبط التنافسي.

الشكل 3: يوضح تأثير المثبط التنافسي على Vmax و Km في LINEWEAVER- BURK PLOT.

2. المانع غير التنافسي يرتبط بالإنزيم الحر أو المركب ES لا يرتبط بالموقع النشط. لذلك يختلف شكل المانع عن الركيزة. يقلل هذا النوع من المثبطات من قدرة الإنزيم على تحويل الركيزة إلى منتج. يتم تقليل Vmax ويظل Km كما هو حيث لا يزال بإمكان الركيزة الارتباط بالموقع النشط وكذلك قبل وجود المثبط.

الشكل 4: يوضح تأثير المثبط غير التنافسي على Vmax و Km في MICHAELLIS MENTEN CURVE AND LINEWEAVER- BURK PLOT بشكل محترم.

3. يحدث المانع غير التنافسي عندما يرتبط المانع بمركب ES فقط. لا ترتبط بالأنزيمات الحرة. يقلل من كل من Vmax و Km بنفس المقدار. سيظل ميل الرسم البياني ثابتًا لأن كلا من Km و Vmax سيتغيران بشكل متناسب مع بعضهما البعض ، وبالتالي سيتم ملاحظة الخط ببساطة للانتقال لأعلى ولليسار.

الشكل 5: يوضح تأثير المثبط غير المحرض على الكيلومتر و Vmax في قطعة أرض بركانية.

4. المانع المختلط يرتبط بتحرير الإنزيم أو مركب الركيزة الإنزيمية. لا يرتبطون بالموقع النشط. عندما يرتبط المانع بالإنزيمات فإنه يغير شكل الإنزيم وبالتالي يقلل من تقارب الركيزة مع موقع الإنزيم النشط. يتم دائمًا تقليل Vmax في حين أن Km إما يزيد أو ينقص.

قد يبدو المانع المختلط مشابهًا للمثبط غير التنافسي إلا أنهما مختلفان. عندما ترتبط المثبطات غير التنافسية بالأنزيمات ، فإنها تشكل مركب EIS الذي تسبب في عدم تكوين المنتج بينما في المثبط المختلط عندما يرتبط المدخل بالأنزيم الذي يشكل مجمع EIS ، لا يزال بعض المنتجات يتشكل على الرغم من وجود المانع.

الشكل 6: يوضح تأثير المانع المختلط على الكيلومتر و Vmax باستخدام قطعة أرض بركانية.


الخواص الحركية - لماذا لا يؤثر التغيير في التركيز على ثابت المعدل؟

يؤدي ارتفاع درجة الحرارة واستخدام المحفزات إلى زيادة معدل التفاعل وبالتالي ثابت المعدل ، ولكن على الرغم من أن زيادة التركيز تزيد أيضًا من معدل التفاعل ، فلماذا لا أنها تؤثر على معدل ثابت؟

لا تهتم ، لقد وجدت الجواب:

"معادلة المعدل توضح العلاقة بين تركيز المواد المتفاعلة ومعدل التفاعل.

إذا زاد تركيز أحد المواد المتفاعلة ، سيزداد معدل التفاعل أيضًا ، ولن يتغير معدل ثابت ، k.

إذا زاد الضغط ، سيزداد تركيز جميع المواد المتفاعلة وبالتالي سيزداد معدل التفاعل أيضًا. مرة أخرى ، لن يتغير ثابت المعدل.

وبالتالي فإن ثابت المعدل k مستقل عن التركيز والضغط.

ومع ذلك ، إذا زادت درجة الحرارة ، أو تمت إضافة محفز ، فإن معدل التفاعل يزداد دون تغيير في التركيز ، وبالتالي يجب أن يكون ثابت المعدل ، k ، الذي يتغير.

وبالتالي ، فإن ثابت المعدل k يختلف باختلاف درجة الحرارة ، ويتأثر أيضًا بإضافة عامل حفاز. "

لأي شخص آخر يعاني من نفس المشكلة.

ليس هذا ما تبحث عنه؟ جرب & hellip

تحقق من معادلة أرهينيوس. معدل ثابت يعتمد على وجود / عدم وجود المحفز ودرجة الحرارة.

lnك = -Ea / RT + lnA
ص = م س + ج
(معادلة أرهينيوس).
كما ترى ، لا يظهر التركيز في هذه المعادلة.
lnك = اللوغاريثم الطبيعي لثابت المعدل (ك)
Ea = طاقة التنشيط
R = ثابت الغاز النسبي (8.314)
T = درجة الحرارة ، كلفن.
lnA = اللوغاريتم الطبيعي للعامل ما قبل الأسي (لا تقلق بشأن ماهية هذا).

يمكنك استخدام هذه المعادلة في A2 لإيجاد طاقة التنشيط (وأحيانًا A) من الرسوم البيانية.

هناك طريقة أخرى يمكنك من خلالها معرفة أن التركيز لا يؤثر على ثابت المعدل وهي معادلة المعدل "الأبسط":

معدل =ك [M] m [N] n حيث m و n هي أوامر المتفاعلات (أساسًا التأثير الذي يحدثه زيادة تركيز هذه المواد المتفاعلة على التفاعل الكلي). تمثل الأقواس المربعة تركيزات المواد المتفاعلة.

كما ترون، معدل يتأثر بالتركيز - إذا زاد [M] ، كذلك فإن المعدل بسبب ك and [N] are being multiplied by a larger number.
لكن، ك in itself isn't affected by concentration. It is the rate constant for a reaction at a given temperature.
Think about the kinetics of a reaction. Increasing concentration means there are more molecules/atoms in a certain volume, increasing the likelihood of molecules colliding, but not affecting the number of molecules above activation energy.
However, increasing temperature means that more molecules are above activation energy (look at Boltzmann distributions).
This links back to the Arrhenius equation, which talks about activation energy but not concentration- hence catalysts and temperature does change the rate constant.

Sorry this is badly explained, it's been a while since I did this rate constant nonsense XD


How pH Affects Enzymes

A pH environment has a significant effect on an enzymes. It can affect the intramolecular forces and change the enzyme's shape -- potentially to the point where it is rendered ineffective. With these effects in mind, typical enzymes have a pH range in which they perform optimally. For example, alpha amylase, which found in the mouth, operates most effectively near a neutral pH. However, lipases operate better at more basic pH levels. Buffer systems built into most organisms prevent pH levels from reaching the point where essential enzymes are rendered ineffective. If an enzyme is rendered ineffective by pH level, adjusting the pH can cause the enzyme to become effective again.


Does pH affect Michaelis constant? - مادة الاحياء

THE EFFECT OF CHANGING CONDITIONS IN ENZYME CATALYSIS

This page looks at the effect of changing substrate concentration, temperature and pH on reactions involving enzymes. It follows on from a page describing in simple terms how enzymes function as catalysts. Please remember that this series of pages is written for 16 - 18 year old كيمياء students. If you want something more advanced, you are looking in the wrong place.

ملحوظة: This page assumes that you have already read the page about how proteins function as enzymes. If you have come straight to this page via a search engine, you really ought to go back and read that page first. In fact, unless you already have a good knowledge of protein structure, you may have to go back further still to a page about the structure of proteins.

The effect of substrate concentration on the rate of enzyme-controlled reactions

Remember that in biology or biochemistry, the reactant in an enzyme reaction is known as the "substrate".

What follows is a very brief and simple look at a very complicated topic. Anything beyond this is the stuff of biochemistry degree courses!

A reminder about the effect of concentration on rate in ordinary chemical reactions

If you have done any work on rates of reaction (especially if you have done orders of reaction), you will have come across cases where the rate of reaction is proportional to the concentration of a reactant, or perhaps to the square of its concentration.

You would discover this by changing the concentration of one of the reactants, keeping everything else constant, and measuring the initial rate of the reaction. If you measure the rate after the reaction has been going for a while, the concentration of the reactant(s) will have changed and that just complicates things. That's why initial rates are so useful - you know exactly how much you have of everything.

If you plotted a graph of initial reaction rate against the concentration of a reactant, then there are various possibilities depending on the relationship between the concentration and the rate.

If the rate is independent of the concentration

This is called a zero order reaction.

If the rate is proportional to the concentration

This is called a first order reaction.

If the rate is proportional to some power of the concentration greater than one

In this case, you get a curve. If the rate was proportional to the square of the concentration, that's a second order reaction.

With reactions controlled by enzymes, you get a completely different type of graph.

Plotting initial rates of enzyme-controlled reactions against substrate concentration

The graph for enzyme controlled reactions looks like this:

Two minor things to notice before we discuss it . . .

Biochemists talk about a reaction velocity instead of a reaction rate. If you have done any physics, you will know that this is a complete misuse of the word "velocity"! But that's what you will find in biochemistry sources, so that's what we will have to use.

So why is the graph the shape it is?

For very, very low substrate concentrations, the graph is almost a straight line - like the second chemistry rate graph above. In other words, at very, very low concentrations, the rate is proportional to the substrate concentration.

But as concentration increases, increasing the concentration more has less and less effect - and eventually the rate reaches a maximum. Increasing the concentration any more makes no difference to the rate of the reaction.

If you know about orders of reaction, the reaction has now become zero order with respect to the substrate.

The reason for this is actually fairly obvious if you think about it. After a certain concentration of substrate is reached, every enzyme molecule present in the mixture is working as fast as it can. If you increase the substrate concentration any more, there aren't any enzyme molecules free to help the extra substrate molecules to react.

Is this unique to enzyme-controlled reactions? لا! It can happen in some ordinary chemistry cases as well, usually involving a solid catalyst working with gases. At very high gas pressures (in other words, very high concentrations of gas molecules), the surface of the catalyst can be completely full of gas molecules. If you increase the amount of gas any more, there isn't any available surface for it to stick to and react.

The maximum rate for a particular enzyme reaction is known as الخامسالأعلى. (That's V for velocity - a bit confusing for chemists where V is almost always used for volume!)

This is easily measured by drawing a line on the graph:

This is sometimes reported as a "turnover number", measured as the number of molecules of substrate processed by a single enzyme molecule per second, or per minute.

كم is known as the Michaelis constant or the Michaelis-Menten constant (for reasons which needn't concern us), and is a useful measure of the efficiency of an enzyme.

كم is the concentration of the substrate in mol dm -3 which produces a reaction rate of half Vالأعلى. So it is found like this . . .

A low value of Kم means that the reaction is going quickly even at low substrate concentrations. A higher value means the enzyme isn't as effective.

ملحوظة: You might possibly wonder why you have to go to the trouble of halving the maximum rate to get this information. Couldn't you just find the concentration of the substrate which produced the maximum rate?

If you look at the shape of the graph, it would be impossible to get any accurate measure of the concentration which first produced a maximum rate. The curve just gradually gets closer and closer to the horizontal, and there is no clear cut-off point at which it suddenly becomes horizontal.

The effect of temperature on the rate of enzyme-controlled reactions

A reminder about the effect of temperature on rate in ordinary chemical reactions

Remember that for molecules to react, they have to collide with an energy equal to or greater than the activation energy for the reaction.

Heating a reaction makes the molecules move faster and so collide more often. More collisions in a given time means a faster reaction.

But far more importantly, increasing the temperature has a very big effect on the number of collisions with enough energy to react. Quite a small temperature rise can produce a large increase in rate.

As a reasonable approximation for many (although not all) reactions close to room temperature, a 10°C increase in temperature will double the rate of a chemical reaction. This is only an approximation - it may take 9°C or 11°C or whatever, but it gives you an idea of what to expect.

ملحوظة: If you aren't sure about any of this, have a quick look at the page about the effect of temperature on rates of reaction.

Use the BACK button on your browser to come back here afterwards.

Plotting rates of enzyme-controlled reactions against temperature

For low temperatures up to about 40°C, enzyme-controlled reactions behave much as you would expect any other chemical reaction to behave. But above about 40°C (the exact temperature varies from enzyme to enzyme), there is a dramatic fall in reaction rate.

A typical graph of rate against temperature might look like this:

The temperature at which the rate is fastest is called the درجة الحرارة المثلى for that enzyme.

Different enzymes have different optimum temperatures. Some enzymes, for example, in organisms known as thermophiles or extremophiles are capable of working at temperatures like 80°C or even higher.

The optimum temperature for a particular enzyme varies depending on how long it is exposed to the higher temperatures. Enzymes can withstand temperatures higher than their normal optimum if they are only exposed to the higher temperatures for a very short time.

Explaining the rate against temperature graph

At lower temperatures, the shape of the graph is exactly what you would expect for any reaction. All that needs explaining is why the rate falls above the optimum temperature.

Remember that the enzyme works because its substrate fits into the active site on the protein molecule. That active site is produced because of the way the protein is folded into its tertiary structure.

Heating an enzyme gives the protein chains extra energy and makes them move more. If they move enough, then the bonds holding the tertiary structure in place will come under increasing strain.

The weaker bonds will break first - van der Waals attractions between side groups, and then hydrogen bonds. As soon as these bonds holding the tertiary structure together are broken, then the shape of the active site is likely to be lost.

Obviously, the longer the enzyme is held at the higher temperature, the more time there is for the enzyme structure to be broken up. Given enough time and high enough temperatures, the enzyme structure is broken permanently. The enzyme is said to be denatured. For example, boiling an egg for 5 minutes denatures the proteins in the egg. Once that has happened, you can't un-boil it by cooling it!

The effect of pH on the rate of enzyme-controlled reactions

In the same way that every enzyme has an optimum temperature, so each enzyme also has an optimum pH at which it works best.

For example, trypsin and pepsin are both enzymes in the digestive system which break protein chains in the food into smaller bits - either into smaller peptide chains or into individual amino acids.

Pepsin works in the highly acidic conditions of the stomach. It has an optimum pH of about 1.5.

On the other hand, trypsin works in the small intestine, parts of which have a pH of around 7.5. Trypsin's optimum pH is about 8.

If you think about the structure of an enzyme molecule, and the sorts of bonds that it may form with its substrate, it isn't surprising that pH should matter.

Suppose an enzyme has an optimum pH around 7. Imagine that at a pH of around 7, a substrate attaches itself to the enzyme via two ionic bonds. In the diagram below, the groups allowing ionic bonding are caused by the transfer of a hydrogen ion from a -COOH group in the side chain of one amino acid residue to an -NH2 group in the side chain of another.

In this simplified example, that is equally true in both the substrate and the enzyme.

Now think about what happens at a lower pH - in other words under acidic conditions.

It won't affect the -NH3 + group, but the -COO - will pick up a hydrogen ion.

What you will have will be this:

You no longer have the ability to form ionic bonds between the substrate and the enzyme. If those bonds were necessary to attach the substrate and activate it in some way, then at this lower pH, the enzyme won't work.

What if you have a pH higher than 7 - in other words under alkaline conditions.

This time, the -COO - group won't be affected, but the -NH3 + group will lose a hydrogen ion.

Again, there is no possibility of forming ionic bonds, and so the enzyme probably won't work this time either.

ملحوظة: If you think about it, this argument only works using ionic bonding if the enzyme has an optimum pH around 7. Under fairly acidic or alkaline conditions, all the charges present in the enzyme and substrate would be the same - as in the examples above.

Under those circumstances, you would be looking at other sorts of bonding - hydrogen bonding, for example, perhaps involving hydrogen bonds between an ion on one of either the enzyme and substrate, and a suitable hydrogen atom or lone pair on the other.

The example given is easy to follow. Don't worry about complications at this level. As long as you can see why changing the pH might affect a simple case, that's all you need.

At extreme pH's, something more drastic can happen. Remember that the tertiary structure of the protein is in part held together by ionic bonds just like those we've looked at between the enzyme and its substrate.

At very high or very low pH's, these bonds within the enzyme can be disrupted, and it can lose its shape. If it loses its shape, the active site will probably be lost completely. This is essentially the same as denaturing the protein by heating it too much.

This enzyme topic continues onto a final page about enzyme inhibitors.

أسئلة لاختبار فهمك

إذا كانت هذه هي المجموعة الأولى من الأسئلة التي أجريتها ، فيرجى قراءة الصفحة التمهيدية قبل البدء. ستحتاج إلى استخدام زر "BACK BUTTON" الموجود في متصفحك للعودة إلى هنا بعد ذلك.


Human pancreatic alpha-amylase. II. Effects of pH, substrate and ions on the activity of the enzyme

Purified human pancreatic alpha-amylase (alpha-1,4-glucan 4-glucano-hydrolase, EC 3.2.1.1) was found to be stable over a wide range of pH values (5.0 to 10.5) with an optimal pH for the enzymatic activity of 7.0. The Michaelis constant of the enzyme at optimal pH and assay conditions was found to be 2.51 mg per ml for soluble starch. Halide ions were required for the activity of the enzyme whereas sulfate and nitrate were not. The order of effectiveness of activation was found to be: Cl- greater than Br- greater than I- greater than F-. Calcium and magnesium were activators at concentrations of 0.001M and 0.005M, respectively, but exhibited inhibitory effects at concentrations higher than 0.005M. At 0.01M ethylenediamine tetraacetic acid (EDTA) concentration the enzymatic activity upon seven min incubation, was inhibited up to 96%. The inhibition of EDTA and calcium could be reversed upon addition of calcium and EDTA, respectively.


Does pH affect Michaelis constant? - مادة الاحياء

Many biologically important molecules have multiple binding sites. For example hemoglobin, the oxygen carrying molecule in red blood cells, binds four molecules of molecular oxygen, each binding at its own distinct binding site. Hemoglobin is an example of a cooperative molecule, that is one where the binding of a ligand at one site alter that the affinity of other binding sites for their ligands. In the case of hemoglobin, the binding of a molecule of O2 at one site يزيد the affinity of the other sites for O2.

This property is critical for the function of hemoglobin, which picks up four molecules of O2 in the oxygen-rich environment of the lungs, then delivers it to the tissues that have a much lower concentration of oxygen. As each molecule of O2bind to hemoglobin, the affinity of the remaining binding site increases, making it easier for more O2 to bind . Conversely, as each molecule of O2 is released to a tissue, the affinity of the remaining sites for O2 decreases, making it easier for subsequent molecules of O2 to dissociate.

Scanning electron micrograph of blood. The doughnut-shaped cells are red blood cells. Photo credit: Bruce Wetzel. Courtesy of the National Cancer Institute.

The problem of how hemoglobin delivers oxygen throughout the body has been studied for the past 100 years. In 1910, biochemist Archibald Hill modeled this property of hemoglobin using the rational function,

أين &theta is the percentage of binding sites occupied, [L] is the concentration of ligand, ن is the Hill coefficient, which represents the degree of cooperativity, and كد is the dissociation constant. Recall that كد is equal to the ligand concentration when half of the binding sites are filled.

A common application of the Hill equation is modeling cooperative enzymes. These enzymes are under allosteric control, that is the binding of a molecule at one site alters the affinity of the enzyme for its substrate and hence regulates the enzyme activity. In this case, the Hill equation is rewritten as the rational function,

أين الخامس is the reaction velocity, الخامسالأعلى is the maximum reaction velocity, and [س] is the substrate concentration. ثابت ك is analogous to the Michaelis constant (كم) و ن is the Hill coefficient indicating the degree of cooperativity.

Hill coefficient Cooperativity
ن = 1 لا أحد
ن & GT 1 إيجابي
ن < 1 negative

Positive cooperativity occurs when an enzyme has several sites to which a substrate can bind, and the binding of one substrates molecules increases the rate of binding of other substrates. Cooperativity can be recognized by plotting velocity against substrate concentration. An enzyme that displays positive cooperativity sill be sigmoidal (or S-shaped), while noncooperative enzymes display Michaelis-Menten kinetics and the plots are hyperbolic.

Use the Hill equation to answer the following questions:


شاهد الفيديو: الأس الهيدروجيني (أغسطس 2022).